Tarea No. 1
Sistema internacional de unidades
Es el nombre que recibe el sistema de unidades que se usa en la mayoría de los países y es la forma actual del sistema métrico decimal. El SI también es conocido como «sistema métrico», especialmente en las naciones en las que aún no se ha implantado para su uso cotidiano. Fue creado en 1960 por la Conferencia General de Pesos y Medidas, que inicialmente definió seis unidades físicas básicas. En 1971 se añadió la séptima unidad básica, el mol.

Sistema metrico decimal
Es un sistema de unidades basado en el metro, en el cual los múltiplos y submúltiplos de una unidad de medida están relacionadas entre sí por múltiplos o submúltiplos de 10.


Sistema anglosajona
Es el conjunto de las unidades no métricas que se utilizan actualmente en muchos territorios de habla inglesa como en Estados Unidos de América



Unidad de temperatura kelvin, fahrenheit, centigrados
El kelvin es la unidad de temperatura de la escala creada por William Thomson en el año 1848, sobre la base del grado Celsius, estableciendo el punto cero en el cero absoluto (−273,15 °C) y conservando la misma dimensión. William Thomson, quien más tarde sería Lord Kelvin, a sus 24 años introdujo la escala de temperatura termodinámica, y la unidad fue nombrada en su honor.
El grado Fahrenheit (representado como °F) es la unidad de temperatura propuesta por Gabriel Fahrenheit en 1724, cuya escala fija el cero y el cien en las temperaturas de congelación y evaporación del cloruro amónico en agua. El método de definición es similar al utilizado para el grado Celsius, aunque éste se define con la congelación y ebullición del agua.

El grado Celsius, representado como °C, es la unidad creada por Anders Celsius en 1742 para su escala de temperatura. Se tomó como base para el kelvin y es la unidad más utilizada internacionalmente para las temperaturas que rondan la ordinaria y en ciencia popular y divulgación (en contextos técnicos se prefiere el kelvin). Es una de las unidades derivadas del Sistema Internacional de Unidades. En la actualidad se define a partir del kelvin del siguiente modo:

Historia del sistema métrico decimal
Entre 1735 y 1744, una comisión científica europea trabajó en la medición del meridiano terrestre en Perú. Formaban parte de ella los franceses Godin, Bourner y La Condomine, y los españoles Antonio de Ulloa y Jorge Juan.
Después de otras propuestas basadas en el péndulo, el comité elegido dentro de la Academia de Ciencias de París, del que formaba parte el matemático Lagrange, entre otros, elevó un ael sistema de medidas en el péndulo y, a la vez, proponían como longitud de referencia la cuarta parte del meridiano terrestre.
Primera revolucion industrial
Es un periodo histórico comprendido entre la segunda mitad del siglo XVIII y principios del XIX, en el que el Inglaterra en primer lugar, y el resto de la Europa continental después, sufren el mayor conjunto de transformaciones socioeconómicas, tecnológicas y culturales de la Historia de la humanidad, desde el Neolítico

Tarea No 2

Longitud:
Es la magnitud que expresa la distancia entre dos puntos.
Tiepo
:Es la magnitud física que mide la duración o separación de acontecimientos sujetos a cambio
Masa:
Es la magnitud que cuantifica la cantidad de materia de un cuerpo.
Coriente Electrica:
Es el flujo de carga por unidad de tiempo que recorre un material. Se debe a un movimiento de los electrones por el interior del material.
Temperatura:
Es una medda de la energia cinetica de las moléculas que conforman un cuerpo o sustancia, magnitud referida a las nociones comunes de calor o frío.
Cantidad sustancia:
Es una de la siete magnitudes físicas fundamentales del Sistema Internacional de Unidades
luminosa:
Se define como la cantidad de flujo luminoso que emite una fuente por unidad de ángulo sólido
metro:
El metro es la unidad de longitud del Sistema Internacional de Unidades. Se define como la longitud del trayecto recorrido en el vacío por la luz durante un tiempo de 1/299 792 458 de segundo
Segundo:
es la unidad de tiempo en el Sistema Internacional de Unidades, el Sistema Cegesimal de Unidades y el Sistema Técnico de Unidades.
Kilogramo:
Es la unidad básica de masa del Sistema Internacional de Unidades
ampere:
Unidad que mide la intencidd de corriente electrica .
kelvin:
Es la unidad de temperatura de la escala creada por William Thomson en el año 1848, sobre la base del grado Celsius, estableciendo el punto cero en el cero absoluto (−273,15 °C) y conservando la misma dimensión.

tarea No 3


tarea No 4

tarea No 5


tarea No 6
CUESTIONARIO DEL SISTEMA INTERNACIONAL DE UNIDADES

1- El sistema ingles de unidades o sistema imperial, es aun usado ampliamente en:
USA

2- ¿Que tipos de instrumentos, frecuentemente emplean escalas en el sistema ingles?
Medidores de presión o monómeros

3- ¿Qué corporación promueve el empleo del sistema internacional de unidades en todas las mediciones en el país?
CENAM

4- ¿En que año los laboratorios nacionales del Reino Unido, Estados Unidos, Canadá, Australia y Sudáfrica acordaron unificar la definición de sus unidades de longitud y de masa?
1759

5- La unidad de longitud exacta que mide: 0. 9144m. se llama:
Yarda

6- La unidad de masa exacta, que mide 0. 453,592, 037 Kg. Se llama:
Libra

7- El equivalente de una onza liquida:
28,413ml.

8- El equivalente de una pinta es:
0.568261 litros

9- Es la escala microscópica, la temperatura se define como el promedio de la energía de los movimientos de una partícula individual por el grado de:
Congelamiento

10- Multitud de propiedades fisicoquímicas de los materiales o las sustancias varían en función de :
Ebullición

11- En el sistema internacional de unidades la medida de temperatura es:
Kelvin

12- Los grados ranking son la escala con intervalos de grado equivalente a la escala Fahrenheit con el origen en :
-459.67 F

13- ¿Cual de las temperaturas siguientes se lleva a cabo en la industria?
Reaumur

14- El 0 de esta escala se ubica en el punto de congelamiento del agua, al hacer la conversión de los valores experimentales son:
0.00 C Y 99.955 C

15- El kelvin es la unidad de medida en temperatura creada por :
Lord Kelvin

16- Se toma como la unidad de temperatura en el sistema internacional de unidades y se corresponde a una fracción de 1/27, 316 partes de la temperatura del punto triple del agua.
Kelvin

17- Se denomina ranking a la escala de temperatura midiendo grados Fahrenheit sobre:
Cero absoluto

18- ¿en que año fue creado el grado Celsius?
1748

19- El cero absoluto corresponde un valor de:
-273,15 C

20- La escala fija del cero y el cien en las temperaturas de congelación y evaporación del cloruro amoniaco en agua pertenece a :
Fahrenheit
tarea No 7
multiplos



submultiplos



tarea No8
De las siguientes cifras obtenidas realiza las siguientes operaciones necesarias para obtener la altura del individuo.
Debes ser ordenado, cuidadoso y limpio y enumera cada cuent


Iris
Cabeza 50cm
Cuarta 20cm
Hombro a hombro 35.5cm
Largo del brazo 61cm
Estatura 1.54m
Pie 26cm
Longitud de cabeza 30 cm


1.Cuarta: 154/20= 7.7 2.Cabeza: 154/50= 3 3.Hombro a hombro: 154/35.5= 4.33

4.Largo de braza:154/61= 2.52 5.Pie: 154/26=5.92 6.Longitud de cabeza: 154/30= 5.13




tarea No 9

LABORATORIO DE ANÁLISIS CLÍNICOS
PRÁCTICA DE USO Y MANEJO DE MICROSCOPIO

OBJETIVO:

El alumno aprenderá a usar y manejar adecuadamente el microscopio,



INTRODUCCION: Entre los seres vivos que existen sobre el planeta hay muchos cuya estructura es tan pequeña que no se ven sin ayuda de instrumentos; el ojo humano es incapaz de percibir un objeto cuyo diámetro sea menor de 0.1 mm, para el estudio de dichos organismos se requiere usar el microscopio, instrumento que aumenta ciento de veces la imagen del objeto que se observa



1.- De acuerdo al grafico que se te indica, trata de identificar en forma ordenada las partes del microscopio.

2.- Sigue los pasos indicados para que puedas identificar usar y manejar cada una de las partes del microscopio



3.- Partes de un microscopio:


SISTEMA ÓPTICO

OCULAR: Lente situada cerca del ojo del observador (Amplia la imagen del objetivo)

OBJETIVO: Lente situada cerca de la preparación (Amplia la imagen de esta)

CONDENSADOR : Lente que concentra los rayos luminosos sobre la preparación

DIAFRAGMA: Regula la cantidad de luz que entra en el condensador.

FOCO: Dirige los rayos luminosos hacia el condensador.



SISTEMA MECÁNICO

SOPORTE: Mantiene la parte óptica. Tiene dos partes: el pie o base y el brazo.

PLATINA: Lugar donde se deposita la preparación.

CABEZAL: Contiene los sistemas de lentes oculares. Puede ser monocular, binocular o Tríocular...

REVÓLVER: Contiene los sistemas de lentes objetivos. Permite, al girar, cambiar los objetivos.

TORNILLOS DE ENFOQUE: Macrométrico que aproxima el enfoque y micrométrico que consigue el enfoque correcto.



4.- Una vez identificadas las partes del microscopio, deberás usar y manejar cada una de ellas de acuerdo a la guía que se te proporciona. Para terminar aprendiendo a enfocar las diferentes muestras.



Colocar el objetivo de menor aumento en posición de empleo y bajar la platina completamente. Si el microscopio se recogió correctamente en el uso anterior, ya debería estar en esas condiciones

Colocar la preparación sobre la platina sujetándola con las pinzas metálicas

Comenzar la observación con el objetivo de 4x (ya está en posición) o colocar el de 10 aumentos (10x) si la preparación es de bacterias

1.Para realizar el enfoque:
a.- Acercar al máximo la lente del objetivo a la preparación, empleando el tornillo macrométrico.

Esto debe hacerse mirando directamente y no a través del ocular, ya que se corre el riesgo de

incrustar el objetivo en la preparación pudiéndose dañar alguno de ellos o ambos

b.- Mirando, ahora sí, a través de los oculares, ir separando lentamente el objetivo de la

preparación con el macrométrico y, cuando se observe algo nítida la muestra, girar el

micrométrico hasta obtener un enfoque fino.

Pasar al siguiente objetivo. La imagen debería estar ya casi enfocada y suele ser suficiente con mover un poco el micrométrico para lograr el enfoque fino. Si al cambiar de objetivo se perdió por completo la imagen, es preferible volver a enfocar con el objetivo anterior y repetir la operación desde el paso 3. El objetivo de 40x enfoca a muy poca distancia de la preparación y por ello es fácil que ocurran dos tipos de percances: incrustarlo en la preparación si se descuidan las precauciones anteriores y mancharlo con aceite de inmersión si se observa una preparación que ya se enfocó con el objetivo de inmersión.

EMPLEO DEL OBJETIVO DE INMERSIÓN:

A.- Bajar totalmente la platina

B.- Subir totalmente el condensador para ver claramente el círculo de luz que nos indica la zona

que se va a visualizar y donde habrá que echar el aceite.

C.- Girar el revólver hacia el objetivo de inmersión dejándolo a medio camino entre éste y el de

x40.

D.- Colocar una gota mínima de aceite de inmersión sobre el círculo de luz.

E.- Terminar de girar suavemente el revólver hasta la posición del objetivo de inmersión.

F.- Mirando directamente al objetivo, subir la platina lentamente hasta que la lente toca la gota de

aceite. En ese momento se nota como si la gota ascendiera y se adosara a la lente.

G.- Enfocar cuidadosamente con el micrométrico. La distancia de trabajo entre el objetivo de inmersión y la preparación es mínima, aun menor que con el de 40x por lo que el riesgo de accidente es muy grande.

H.- Una vez se haya puesto aceite de inmersión sobre la preparación, ya no se puede volver a usar el objetivo 40x sobre esa zona, pues se mancharía de aceite. Por tanto, si desea enfocar otro campo, hay que bajar la platina y repetir la operación desde el paso 3.

I.- Una vez finalizada la observación de la preparación se baja la platina y se coloca el objetivo de menor aumento girando el revólver. En este momento ya se puede retirar la preparación de la platina. Nunca se debe retirar con el objetivo de inmersión en posición de observación.

J.- Limpiar el objetivo de inmersión con cuidado empleando un papel especial para óptica. Comprobar también que el objetivo 40x está perfectamente limpio.




5.- Preparar las siguientes muestras para su observación al microscopio:

1.- Muestras de tomate

2.-Muestras de cebolla

3.-Muestra de sangre

4.-Muestra de vegetal (hoja)



6.- MATERIALES DE LABORATORIO

1.- MICROSCOPIO

2.- ESTUCHE DE DISECCIÓN

3.- PORTAOBJETOS

4.- CUBREOBJETOS

5.- PALILLOS DE MADERA

6.- ABATELENGUA

7.- ASA DE PLATINO O BACTERIOLOGICA

8.- PAPEL PARA MICROSCOPIO

9.- ACEITE DE INMERSIÓN .



6.- Una vez terminada la observación de los materiales ya indicados deberás realizar el mantenimiento y las precauciones debidas del microscopio, siguiendo los siguientes pasos.



1.-Al finalizar el trabajo, hay que dejar puesto el objetivo de menor aumento en posición de observación, asegurarse de que la parte mecánica de la platina no sobresale del borde de la misma y dejarlo cubierto con su funda.

2.-Cuando no se está utilizando el microscopio, hay que mantenerlo cubierto con su funda para evitar que se ensucien y dañen las lentes. Si no se va a usar de forma prolongada, se debe guardar en su caja dentro de un armario para protegerlo del polvo

3.-Nunca hay que tocar las lentes con las manos. Si se ensucian, limpiarlas muy suavemente con un papel de filtro o, mejor, con un papel de óptica.

4.-No dejar el portaobjetos puesto sobre la platina si no se está utilizando el microscopio

5.-Después de utilizar el objetivo de inmersión, hay que limpiar el aceite que queda en el objetivo con pañuelos especiales para óptica o con papel de filtro (menos recomendable). En cualquier caso se pasará el papel por la lente en un solo sentido y con suavidad. Si el aceite ha llegado a secarse y pegarse en el objetivo, hay que limpiarlo con una mezcla de alcohol-acetona (7:3) o xilol. No hay que abusar de este tipo de limpieza, porque si se aplican estos disolventes en exceso se pueden dañar las lentes y su sujeción.

6.-No forzar nunca los tornillos giratorios del microscopio (macrométrico, micrométrico, platina, revólver y condensador)

7.-El cambio de objetivo se hace girando el revólver y dirigiendo siempre la mirada a la preparación para prevenir el roce de la lente con la muestra. No cambiar nunca de objetivo agarrándolo por el tubo del mismo ni hacerlo mientras se está observando a través del ocular.

8.-Mantener seca y limpia la platina del microscopio. Si se derrama sobre ella algún líquido, secarlo con un paño. Si se mancha de aceite, limpiarla con un paño humedecido en xilol.

9.-Es conveniente limpiar y revisar siempre los microscopios al finalizar la sesión práctica y, al acabar el curso, encargar a un técnico un ajuste y revisión general de los mismos.



7.- Resultados de los campos microscópicos observados:



Debes de aplicar el número de objetivo donde obtuviste el enfoque adecuado, explicando brevemente tu experiencia obtenida. (utiliza colores de madera para representar los gráficos).



Operar Equipo y Materiales de Laboratorio

CUESTIONARIO DEL MICROSCOPIO.

Usos y partes del microscopio

1-Es la surperficie plana donde se coloca la preparación, tiene un orificio central para el orificio de la luz .


1.platina

2-Sirve para un ajuste mas fino en la muestra que se va a observar.


1.tornillo micrometrico

3-Concentra los rayos de la luz en el objeto que se observa


1.condensador


4-Es la pieza donde se encuentran montados los objetivos.

1.revolver


5-Enfoca la muestra que se va a observar.


1.tornillo macrometrico

6-Son los lentes mas cercanos al ojo.


1.oculares


7-El microscopio consta de tres objetrivos cual es el que se llama objetivo de inmercion?
1.)100X

8-Regula la cantidad de luz que debe llegar a la preparación.


1.diafragma

9- Son los lentes que quedan mas cerca del objetivo.


1.objetivos

10-Une al tubo con la platina y sirve para sujetar el microscopio cuando lo movemos.


1.brazo


ll. Describa algunas indicaciones importantes para el cuidado del microscopio

no se debe de arrastrar si no cargarce, cada que se termine una practica y que ya no se necesite, cubrirlo con su forro, en caso de que lo necesite limpiarlo con papel especial, no tocar los lentes con las manos, guardar bien el cabe del microscopio para evitar que se dañe.




tarea No 10

material de laboratorio

ac Frascos reactivos
Permiten guardar sustancias para almacenarlas, los hay de color ámbar y transparentes, los primeros se utilizan para guardar sustancias que son afectadas por los rayos del sol, los segundos se utilizan para contener sustancias que no son afectadas por la acción de los rayos del sol.

Matraz Erlenmeyer
Es un recipiente que permite contener sustancias o calentarlas.

Tubos de ensayo
Estos recipientes sirven para hacer experimentos o ensayos, los hay en varias medidas y aunque generalemnte son de vidrio también los hay de plástico.

Balanza analítica
Es un aparato que está basado en métodos mecánicos tiene una sensibilidad de hasta una diezmilésima de gramo.

Balanza granitaria
Es un aparato basado en métodos mecánicos tiene una sensibilidad de una décima de gramo
Frascos reactivos
Permiten guardar sustancias para almacenarlas, los hay de color ámbar y transparentes, los primeros se utilizan para guardar sustancias que son afectadas por los rayos del sol, los segundos se utilizan para contener sustancias que no son afectadas por la acción de los rayos del sol.

Cucharilla de combustión
Es un utensilio que tiene una varilla de 50 cm de largo. Se utiliza para realizar pequeñas combustiones de sustancias, para observar:
por ejemplo el tipo de flama.

Embudo de polietineno
Es un utensilio que presenta un diámetro de 90 mm. Se utiliza para adicionar sustancias a matraces y como medio para filtrar. Esto se logra con ayuda de un medio poroso (filtro).
material de vidrio

Frascos reactivos
Permiten guardar sustancias para almacenarlas, los hay de color ámbar y transparentes, los primeros se utilizan para guardar sustancias que son afectadas por los rayos del sol, los segundos se utilizan para contener sustancias que no son afectadas por la acción de los rayos del sol.

Embudo estriado de tallo corto
Es un utensilio que permite filtrar sustancias los hay de: vidrio y de plástico.

Embudo estriado de tallo largo
Es un utensilio que permite filtrar sustancias.

Escobillón para bureta
Es un utensilio que permite lavar buretas.

Escobillón para matraz aforado
Es un utensilio que presenta una forma curva y por esa razón facilita la limpieza de los matraces aforados.

Escobillón para tubo de ensayo
Es un utensilio con diámetro pequeño y por esa razón se puede introducir en los tubos de ensayo para poder lavarlos.

Espátula
Es un utensilio que permite tomar sustancias químicas con ayuda de este utensilio evitamos que los reactivos se contaminen.

Manómetro abierto
Este utensilio permite medir la presión de un gas.

Matraz de destilación
Son matraces de vidrio con una capacidad de 250 ml. Se utilizan junto con los refrigerantes para efectuar destilaciones.

Mechero de bunsen
Es un utensilio metálico que permite calentar sustancias. Este mechero de gas que debe su nombre al químico alemán ROBERT W. BUNSEN. Puede proporciona una llama caliente (de hasta 1500 grados centígrados), constante y sin humo, por lo que se utiliza mucho en los laboratorios. Está formado por un tubo vertical metálico, con una base, cerca de la cual tiene la entrada de gas, el tubo también presenta un orificio para la entrada de aire que se regula mediante un anillo que gira. Al encender el mechero hay que mantener la entrada del aire cerrada; después se va abriendo poco a poco. Para apagar el mechero se cierra el gas.
Con ayuda del collarín se regula la entrada de aire. Para lograr calentamientos adecuados hay que regular la flama del mechero a modo tal que ésta se observe bien oxigenada (flama azul).

Mortero de porcelana con pistilo o mano
Son utensilios hechos de diferentes materiales como: porcelana, vidrio o ágata, los morteros de vidrio y de porcelana se utilizan para triturar materiales de poca dureza y los de ágata para materiales que tienen mayor dureza.

Termómetro
Es un utensilio que permite observar la temperatura que van alcanzando algunas sustancias que se están calentando. Si la temperatura es un factor que afecte a la reacción permite controlar el incremento o decremento de la temperatura.

Vasos de precipitados
Son utensilios que permiten calentar sustancias hasta obtener precipitados.

Vidrio de reloj
Es un utensilio que permite contener sustancias corrosivas.

Bureta
Es un utensilio que permite medir volúmenes, es muy útil cuando se realizan neutralizaciones.
Cristalizador
Este utensilio permite cristalizar sustancias.

Cucharilla de combustión
Es un utensilio que tiene una varilla de 50 cm de largo. Se utiliza para realizar pequeñas combustiones de sustancias, para observar:
por ejemplo el tipo de flama.

Embudo de polietineno
Es un utensilio que presenta un diámetro de 90 mm. Se utiliza para adicionar sustancias a matraces y como medio para filtrar. Esto se logra con ayuda de un medio poroso (filtro).

Pipetas
Son utensilios que permiten medir volúmenes. Las hay en dos presentaciones:
a) Pipetas graduada:
Es un elemento de vidrio que sirve para dar volúmenes exactos, con esta pipeta, se pueden medir distintos volúmenes de líquido, ya que lleva una escala graduada.

b) Pipeta volumétrica:
Es un elemento de vidrio, que posee un único valor de medida, por lo que sólo puede medir un volumen.

Las pipetas graduadas permiten medir volúmenes intermedios, pues están graduadas, mientras que las pipetas vulumétricas sólo miden el volúmen que viene indicado en ellas.

Probeta
Es un utensilio que permite medir volúmenes están hechas normalmente de vidrio pero también las hay de plástico. Así mismo las hay de diferentes tamaños (volúmenes).

Frasco gotero
Permite contener sustancias. Posee un gotero y por esa razón permite dosificar las sustancias en pequeñas cantidades.


material de plastico
pizzeta
frasco cilíndrico de plastico con un pico largo que se utiliza en el laboratorio y sirbe para contener algunos solventes por lo general agua destilada o desmineralizada o auque también solventes organicos.

Pera de succion
Es un aparato con el fin de succionar liquidos se suele utilizar en pipetas y cuenta gotas.

tarea No 11

PRECAUCIONES EN EL LABORATORIO.

En los laboratorios de Química se trabajan con sustancias potencialmente peligrosas, en ese caso es necesario tomar precauciones para evitar accidentes.

Algunas normas importantes son:

1-Traer bata para cuando nos toque laboratorio.

2-No comer en el laboratorio

3-No manipular material ningún material sin autorización del profesor.

4- Aclarar con el profesor las dudas y mantenerle informado de cualquier hecho que ocurra.

5- Antes de empezar una práctica debes conocer y entender los procesos que vas a realizar.

6- Evita los desplazamientos innecesarios y nunca corras.

7- Mantén silencio y procura estar concentrado en lo que haces.

8- Coloca los aparatos y reactivos lejos del borde de la mesa.

9-No pipetees nunca líquidos corrosivos o venenosos.

10-Mantén las sustancias inflamables lejos de las llamas de los mecheros, y no las calientes o destiles directamente con el mechero.

11-Nunca mires por la boca de los tubos de ensayo o matraces cuando se está realizando una reacción, en previsión de salpicaduras.

12-En general, todos los productos deben mezclarse en pequeñas cantidades y despacio.

13-Si por descuido tocas o te cae algún producto, lávate con abundante agua la zona afectada, y comunícalo al profesor.

14-Utiliza la campana en las prácticas donde se desprendan gases venenosos.

15-Tira los residuos sólidos a la papelera.

16-Abre el grifo antes de tirar por la pila los restos de una reacción o reactivo.

17-Al acabar, deja limpio y seco el material y puesto de trabajo.

18- En caso de contacto de los ojos con algún reactivo, remítase inmediatamente al lavaojos, acercando los ojos a las salidas de agua de éste y presionando la palanca.

19- Asegúrese de conocer la ubicación de los extintores existentes en el recinto y su manejo.

20-No se deben calentar sustancias en utensilios de vidrio averiados o en mal estado.

21-Infórmese sobre los peligros de fuego, explosión e intoxicación de las sustancias utilizadas en los experimentos.

22- Toda reacción en la cual se desprendan vapores que irriten la piel, tóxicas o de olor desagradable, debe efectuarse en un área bien ventilada.

23- Siempre que necesite encender el mechero recuerde lo siguiente: Encienda un fósforo aproximándolo a la boca del mechero, luego abra lentamente la llave del mechero graduando la llama de acuerdo a lo requerido, al terminar cierre correctamente la llave.

24- No dejar el mechero encendido y sin prestarle atención.

25-Siempre que se origine un fuego se deben apartar las sustancias inflamables. La mayoría del fuego que se produce sobre las mesas de trabajo se pueden controlar con facilidad. Así sea con un trapo húmedo en pequeñas áreas, tapando o cerrando el recipiente, etc. Se presenta un poco de dificultad cuando se desea extinguir compuestos que puedan quemarse en su totalidad sin recibir oxígeno exterior. Cuando no ocurre esto, basta eliminar la entrada de aire y en esta forma cesa la combustión.

INTRODUCCIÓN

En el estudio de la química exige la importancia de realizar trabajos prácticos. De esta manera , los estudiantes deben poder todo su empeño y ganas de aprender para descubrir nuevos conocimientos que servirán para un mañana no muy lejano y a demás tratar de seguir aplicando todos los conocimientos inculcados para mejorar cada dia más.

OBJETIVO GENERAL

Reconocer las partes y elementos de laboratorio y saber para sirven harás en equipo pero participando en todas las partes que se realicen y comparando los resultados obtenidos .

OBJETIVO ESPECIFICO

Saber manipular los implementos del laboratorio realizar con serieda las prácticas y tomar bien los apuntes en el laboratorio.

tarea No 12
Equipo de apoyo. AUTOCLAVE.

Es una herramienta de apoyo en laboratorio de análisis clínicos como equipo de eterización de calor húmedo. Este equipo en su estructura presenta una olla de acero inoxidable con capacidad variable en litros y se utiliza con agua destilada.
Consta de los siguientes elementos..
1) Tapa de cierre hermético y una válvula de escape con una manguera interior corrugada y además presenta la parte superior de la misma un reloj que nos marca libras como temperatura y se le da el nombre de manómetro.

2) Esta tapa se asegura con grilletes en los costados en números de 6 los cuales deben de ir asegurados dándoles vuelta en rosca, conforme a las manecillas del reloj y se debe de ajustar en cruz. Ya que, si no se lleva a cabo este tipo de ajuste la tapa queda insegura y puede provocar un accidente.

3) Contiene una olla de acero inoxidable con 2, los productos que se van a esterilizar debidamente etiquetados y estos pueden ser materiales de cristalería, plástico, maderas, reactivos (métodos de cultivo) y todo material que se pretenda esterilizar.

4) En su parte interior va por encima de la resistencia y a nivel de la rendija o parrilla se le pone agua destila, se pone a su nivel la que se debe medir en cantidad y volumen.

5) La resistencia que contenga esta olla trabaja con resistencia alterna amperes, la cual contiene en la parte exterior un cable de toma corriente de 100 voltios y además de que cuenta con un dispositivo de encendido, una perilla para elevar temperatura y un foco que indica la luz de encendido.

6) Este autoclave trabaja con 15 libras de presión lo que nos da como resultado 120-22 grados de temperatura en grados Celsius los cuales tendremos que convertir en Kelvin y Fahrenheit.

7) Para poder operar esta autoclave se requiere de purgar por medio de la válvula de escape abriéndola y cerrándola cuidadosamente una vez que el nanómetro marque 7 libras, dejamos nuevamente en 0 para que inicie nuevamente la presión interna hasta que llegue a 15 libras por 120 grados centígrados de temperatura.

Una vez que ya alcanzo la altura máxima solicitada se tiene el cuidado de checar que esa temperatura no se rebase durante 20 minutos o media hora tiempo necesario con 120 grados de temperatura que nos da un proceso de esterilización adecuada.

8) De acuerdo al proceso de esterilización realizado se deja enfriar gradualmente al equipo apoyándose con la salida de vapor por medio de la válvula de escape, la que para poder operar se requiere optimizar protección en las manos con guantes para alta temperatura así evitando un accidente por quemaduras, no se debe de hacer escapar el vapor de frente al individuo si no que debe hacerse de forma literal.

Una vez que ya esté totalmente fría se acude a destapar el equipo igual que como se tapo (en cruz), ya retirada la tapa se extrae el producto esterilizado.

9) Es importante que el grupo de trabajo que va a ocupar el material de laboratorio y que aplicara técnica de esterilización deben de coordinarse al entrar a laboratorio y ponerse de acuerdo a que mesa le toca preparar el equipo de esterilización, debe ser de inmediato ya que desde conectar el equipo se requiere para alcanzar la temperatura de ebullición se requiere media hora por lo que se debe de tener cuidado en sus tiempos.

Tiempos de trabajo en esterilización.
-Preparar equipo de esterilización por calor húmedo, hasta alcanzar la ebullición, 30 minutos.
-Tiempo necesario para alcanzar la esterilización de los productos, 30 minutos.
-Tiempo para poder retirar los productos de esterilización hasta que este frio, 20 minutos.
-Para poder ocupar el producto extraído del autoclave, 15 minutos.
-Reporte de la actividad en mesa, 10 minutos.
-Programa sol (seguridad, orden y limpieza), 15 minutos.


tarea No 13

competencia de la reforma integral media superior.






SUGUNDO PARCIAL.

Primer Apunte

sustancias organicas..

Preparar Reactivos.

1. Preparar soluciones.
a)Porcentuales.
b)Normales.
c)Molales.
d)Molares.

Dentro de la estructura didáctica se va a utilizar instrumentos de cristalería.Investigar los diferentes procesos de preparación de soluciones para su uso en el laboratorio clínico.Resolver problemas de preparación de soluciones normales, porcentuales, molares, molales entre otras, para poder llegar a estos puntos debemos de utilizar practicas en el laboratorio.Dentro de los materiales de laboratorio es posible utilizar, debe de llevar una forma de perención en el mantenimiento correctivo y operacional de los materiales a utilizar así como de los materiales científicos que se utilicen.El alumno debe llevar a cabo los trabajos de investigación de los conceptos ya indicados (porcentuales, molares, normales y molales).

PRACTICA
1.Medición de pesos y medidas.-Portada,-Objetivo particular del alumno,-Introducción,-Índice,-Instrucciones,-Desarrollo de la practica del laboratorio.Este punto debe tener graficos reales de la actividad que se esta llevando a cabo y se deben de anotar en orden alfabético y enumerado.Si se realizan operaciones matemáticas, se deben encuadrar ordenadamente.Dentro de los graficos pueden ser fotografias, dibujos alucivos al tema que se esta utilizando.Cada uno de los materiales utilizados ya sea cristalería, equipo de apoyo científico debe llevar su pie de foto y su característica de uso y mantenimiento.Hoja de mantenimiento preventivo-correctivo y uso.Esta debe ser elaborada a criterio de los integrantes de equipo.Conclusiones de la practica.Investigación de tema que se este tratando en el laboratorio en forma breve.Fichas bibliograficas, borrador para firma y por ultimo subir al blog, se renombra, se le da nombre de dominio y se etiqueta.

son sustancias químicas que contienen carbono, formando enlaces covalentes carbono-carbono y/o carbono-hidrógeno. En muchos casos contienen oxígeno, y también nitrógeno, azufre, fósforo, boro, halógenos y otros elementos. Estos compuestos se denominan Moléculas orgánicas. No son moléculas orgánicas los compuestos que contienen carburos, los carbonatos y los óxidos de carbono.
Las moléculas orgánicas pueden ser de dos tipos:
Moléculas orgánicas naturales: Son las sintetizadas por los seres vivos, y se llaman biomoléculas, las cuales son estudiadas por la bioquímica.
Moléculas orgánicas artificiales: Son sustancias que no existen en la naturaleza y han sido fabricadas por el hombre como los plásticos.
La línea que divide las moléculas orgánicas de las inorgánicas ha originado polémicas e históricamente ha sido arbitraria, pero generalmente, los compuestos orgánicos tienen carbono con enlaces de hidrógeno, y los compuestos inorgánicos, no. Así el ácido carbónico es inorgánico, mientras que el ácido fórmico, el primer ácido graso, es orgánico. El anhídrido carbónico y el monóxido de carbono, son compuestos inorgánicos. Por lo tanto, todas las moléculas orgánicas contienen carbono, pero no todas las moléculas que contienen carbono, son moléculas orgánicas.

EJEMPLOS:
Proteínas.
Nucleotidos.
Acidos nucleicos.
Carbohidratos.
Aminoácidos.

COMPUESTOS ORGANICOS

Los compuestos orgánicos son sustancias químicas que contienen carbono, formando enlaces covalentes carbono-carbono y/o carbono-hidrógeno. En muchos casos contienen oxígeno, y también nitrógeno, azufre, fósforo, boro, halógenos y otros elementos. Estos compuestos se denominan Moléculas orgánicas. No son moléculas orgánicas los compuestos que contienen carburos, los carbonatos y los óxidos de carbono.

PUEDEN SER DE DOS TIPOS:

Moléculas orgánicas naturales: Son las sintetizadas por los seres vivos, y se llaman biomoléculas, las cuales son estudiadas por la bioquímica.
Moléculas orgánicas artificiales: Son sustancias que no existen en la naturaleza y han sido fabricadas por el hombre como los plásticos.
La línea que divide las moléculas orgánicas de las inorgánicas ha originado polémicas e históricamente ha sido arbitraria, pero generalmente, los compuestos orgánicos tienen carbono con enlaces de hidrógeno, y los compuestos inorgánicos, no. Así el ácido carbónico es inorgánico, mientras que el ácido fórmico, el primer ácido graso, es orgánico. El anhídrido carbónico y el monóxido de carbono, son compuestos inorgánicos. Por lo tanto, todas las moléculas orgánicas contienen carbono, pero no todas las moléculas que contienen carbono, son moléculas orgánicas.

MOLECULAS INORGANICAS

la moléculas inorgánicas son aquellas que no tiene carbono por ejemplo la sal común de mesa,cuya fórmula es NaCl (Cloruro de Sodio).Se denomina compuesto inorgánico a todos aquellos compuestos que están formados por distintos elementos, pero en los que su componente principal no siempre es el carbono, siendo el agua el más abundante. En los compuestos inorgánicos se podría decir que participa casi la totalidad de elementos conocidos
ejemplos:
EL AGUA
es la molecula inorganica mas abundante tanto en la naturaleza como en la materia viva.

MOLECULA DE AGUA.
consta de dos atomos de hidrogeno unidos a un atomo de oxigeno mediante enlaces covalentes polares lo que determinaque la molecula sea un dipolo cuyo angulo de enlaces es de 104.5 grado, esto favorece a la solvatiacion ionica.


Practica No. 1
Uso y Manejo del Microscopio


OBJETIVO: El alumno técnico en Laboratorio clínico aprenderá a usar y manejar adecuadamente el microscopio, aplicándolo en las diferentes áreas del laboratorio teniendo como finalidad el enfoque de los diferentes objetos que se le indiquen.



INTRODUCCION: Los alumnos de laboratorio clínico, deben de utilizar el microscopio de forma adecuada aplicando los conocimientos anteriormente aprendidos, para que puedan obtener un mejor funcionamiento y manejo del mismo ya que en el podrán observar diferentes estructuras diminutas que no se alcanzan a ver de forma microscópica.


MANEJO Y USO DEL MICROSCOPIO ÓPTICO COMPUESTO



Partes de un microscopio óptico







INSTRUCCIÓN:

1.- De acuerdo al grafico que se te indica, trata de identificar en forma ordenada las partes del microscopio.

2.- Sigue los pasos indicados para que puedas identificar usar y manejar cada una de las partes del microscopio

3.- Partes de un microscopio:



SISTEMA ÓPTICO

•1. OCULAR: Lente situada cerca del ojo del observador (Amplia la imagen del objetivo)

•2. OBJETIVO: Lente situada cerca de la preparación (Amplia la imagen de esta)

•3. CONDENSADOR : Lente que concentra los rayos luminosos sobre la preparación

•4. DIAFRAGMA: Regula la cantidad de luz que entra en el condensador.

•5. FOCO: Dirige los rayos luminosos hacia el condensador.



SISTEMA MECÁNICO

SOPORTE: Mantiene la parte óptica. Tiene dos partes: el pie o base y el brazo.
PLATINA: Lugar donde se deposita la preparación.
CABEZAL: Contiene los sistemas de lentes oculares. Puede ser monocular, binocular o Tríocular...
REVÓLVER: Contiene los sistemas de lentes objetivos. Permite, al girar, cambiar los objetivos.
TORNILLOS DE ENFOQUE: Macrométrico que aproxima el enfoque y micrométrico que consigue el enfoque correcto.


4.- Una vez identificadas las partes del microscopio, deberás usar y manejar cada una de ellas de acuerdo a la guía que se te proporciona. Para terminar aprendiendo a enfocar las diferentes muestras.


practica No 1
MANEJO DEL MICROSCOPIO

1 Colocar el objetivo de menor aumento en posición de empleo y bajar la platina completamente. Si el microscopio se recogió correctamente en el uso anterior, ya debería estar en esas condiciones.

2 Colocar la preparación sobre la platina sujetándola con las pinzas metálicas

3 Comenzar la observación con el objetivo de 4x (ya está en posición) o colocar el de 10 aumentos (10x) si la preparación es de bacterias.
•1. Para realizar el enfoque:

a.- Acercar al máximo la lente del objetivo a la preparación, empleando el tornillo macrométrico.

Esto debe hacerse mirando directamente y no a través del ocular, ya que se corre el riesgo de

incrustar el objetivo en la preparación pudiéndose dañar alguno de ellos o ambos

b.- Mirando, ahora sí, a través de los oculares, ir separando lentamente el objetivo de la
preparación con el macrométrico y, cuando se observe algo nítida la muestra, girar el
micrométrico hasta obtener un enfoque fino.


5 Pasar al siguiente objetivo. La imagen debería estar ya casi enfocada y suele ser suficiente con mover un poco el micrométrico para lograr el enfoque fino. Si al cambiar de objetivo se perdió por completo la imagen, es preferible volver a enfocar con el objetivo anterior y repetir la operación desde el paso 3. El objetivo de 40x enfoca a muy poca distancia de la preparación y por ello es fácil que ocurran dos tipos de percances: incrustarlo en la preparación si se descuidan las precauciones anteriores y mancharlo con aceite de inmersión si se observa una preparación que ya se enfocó con el objetivo de inmersión.

6 EMPLEO DEL OBJETIVO DE INMERSIÓN:

A.- Bajar totalmente la platina

B.- Subir totalmente el condensador para ver claramente el círculo de luz que nos indica la zona
que se va a visualizar y donde habrá que echar el aceite.
C.- Girar el revólver hacia el objetivo de inmersión dejándolo a medio camino entre éste y el de
x40.
D.- Colocar una gota mínima de aceite de inmersión sobre el círculo de luz.
E.- Terminar de girar suavemente el revólver hasta la posición del objetivo de inmersión.
F.- Mirando directamente al objetivo, subir la platina lentamente hasta que la lente toca la gota de
aceite. En ese momento se nota como si la gota ascendiera y se adosara a la lente.
G.- Enfocar cuidadosamente con el micrométrico. La distancia de trabajo entre el objetivo de inmersión y la preparación es mínima, aun menor que con el de 40x por lo que el riesgo de accidente es muy grande.
H.- Una vez se haya puesto aceite de inmersión sobre la preparación, ya no se puede volver a usar el objetivo 40x sobre esa zona, pues se mancharía de aceite. Por tanto, si desea enfocar otro campo, hay que bajar la platina y repetir la operación desde el paso 3.
I.- Una vez finalizada la observación de la preparación se baja la platina y se coloca el objetivo de menor aumento girando el revólver. En este momento ya se puede retirar la preparación de la platina. Nunca se debe retirar con el objetivo de inmersión en posición de observación.
J.- Limpiar el objetivo de inmersión con cuidado empleando un papel especial para óptica. Comprobar también que el objetivo 40x está perfectamente limpio.

5.- Preparar las siguientes muestras para su observación al microscopio:

MATERIALES:

6.- MATERIALES DE LABORATORIO

1.- MICROSCOPIO

2.- ESTUCHE DE DISECCIÓN 3.- PORTAOBJETOS

4.- CUBREOBJETOS 5.- PALILLOS DE MADERA

6.- ABATELENGUA 7.- ASA DE PLATINO O BACTERIOLOGICA

8.- PAPEL PARA MICROSCOPIO 9.- ACEITE DE INMERSIÓN .



Aceite
1. Muestras de tomate
2. Muestras de cebolla
3. Muestra de sangre
4. Muestra de vegetal (hoja)




6.- Una vez terminada la observación de los materiales ya indicados deberás realizar el mantenimiento y las precauciones debidas del microscopio, siguiendo los siguientes pasos.

MANTENIMIENTO Y PRECAUCIONES


1 Al finalizar el trabajo, hay que dejar puesto el objetivo de menor aumento en posición de observación, asegurarse de que la parte mecánica de la platina no sobresale del borde de la misma y dejarlo cubierto con su funda.



2 Cuando no se está utilizando el microscopio, hay que mantenerlo cubierto con su funda para evitar que se ensucien y dañen las lentes. Si no se va a usar de forma prolongada, se debe guardar en su caja dentro de un armario para protegerlo del polvo

3 Nunca hay que tocar las lentes con las manos. Si se ensucian, limpiarlas muy suavemente con un papel de filtro o, mejor, con un papel de óptica.

4 No dejar el portaobjetos puesto sobre la platina si no se está utilizando el microscopio.

5 Después de utilizar el objetivo de inmersión, hay que limpiar el aceite que queda en el objetivo con pañuelos especiales para óptica o con papel de filtro (menos recomendable). En cualquier caso se pasará el papel por la lente en un solo sentido y con suavidad. Si el aceite ha llegado a secarse y pegarse en el objetivo, hay que limpiarlo con una mezcla de alcohol-acetona (7:3) o xilol. No hay que abusar de este tipo de limpieza, porque si se aplican estos disolventes en exceso se pueden dañar las lentes y su sujeción.

6 No forzar nunca los tornillos giratorios del microscopio (macrométrico, micrométrico, platina, revólver y condensador)

7 El cambio de objetivo se hace girando el revólver y dirigiendo siempre la mirada a la preparación para prevenir el roce de la lente con la muestra. No cambiar nunca de objetivo agarrándolo por el tubo del mismo ni hacerlo mientras se está observando a través del ocular.

8 Mantener seca y limpia la platina del microscopio. Si se derrama sobre ella algún líquido, secarlo con un paño. Si se mancha de aceite, limpiarla con un paño humedecido en xilol.

9 Es conveniente limpiar y revisar siempre los microscopios al finalizar la sesión práctica y, al acabar el curso, encargar a un técnico un ajuste y revisión general de los mismos.



7.- Resultados de los campos microscópicos observados:

Conclusión

Debes de aplicar el número de objetivo donde obtuviste el enfoque adecuado, explicando brevemente tu experiencia obtenida. (Utiliza colores de madera para representar los gráficos).



Practica, no.2. Pesos y Medidas.

PESOS Y MEDIDAS.
(Instrumentos de laboratorio vacíos).

Matraz Erlenmeyer= 131.2 gr.

Pipeta Graduada 4ml.= 22.27 gr.

Probeta Graduada= 126.1 gr.

Pipeta Pauster= 3.2 gr.

Vaso de Precipitado 400ml.= 99.4 gr.

Vidrio de Reloj= 19.2 gr.

Portaobjetos= 5.3 gr.

Pipeta Graduada 5ml.= 22.4 gr.

Cristalizador = 56.6 gr.

Vaso de Precipitado 5 ml.= 28.6 gr.

Porta y Cubreobjetos= 5.5 gr.

Cubreobjetos= .2 gr.

Tapón= 2.2 gr.



PESOS Y MEDIDAS.
Aquí se muestra el volumen que obtuvo cada instrumento al volver a ser medido pero ahora utilizando su capacidad, para los instrumentos de masa utilizamos azúcar y para medir el agua destilada utilizamos un vidrio d reloj.

Vaso de Precipitado 5ml.= 68.6 gr.

Matraz Erlenmeyer= 331.2 gr.

Vaso de Precipitado 400ml.= 499.4 gr.

Probeta Graduada= 218 gr.


VIDRIO DE RELOJ.
= 19.2 gr.

1 ml. de agua destilada = .2 gr.
Total entre el vidrio de reloj i el agua destilada = 19.4 gr.

1 ml. de agua de la llave= .3 gr.
Total entre el vidrio de reloj y el agua de la llave = 19.5 gr.

CAMARA DE NEUBAUER


Recuento de eritrocitos: ejemplo

Observe que en la grilla de la cámara de Neubauer las áreas de recuento de eritrocitos y linfocitos son diferentes. Los glóbulos rojos se cuentan en las áreas coloreadas de rojo, mientras que los glóbulos blancos se cuentan en las áreas coloreadas de azul. Ten en cuenta que la grilla central tiene 25 cuadrados de 1mm x 1mm de área y 0.10 mm de profundidad. El factor de dilución es por tanto de 1:200. Convierte el número de glóbulos rojos contados en 5 cuadrados a nº glóbulos rojos/µl. (1 µl (microlitro) = 1 mm3 )

Como se hace?

La imagen de abajo simula el campo que esta viendo al microscopio con un objetivo de 45x. Solo es visible el centro de la grilla. Intenta verificar esto al ir moviendo el campo de derecha-izquierda y de arriba-abajo, como si de una pletina de microscopio se tratase. Cuenta los glóbulos rojos en los cinco cuadrados mencionados anteriormente y determina el recuento de eritrocitos como se ha descrito anteriormente..

Muy importante: Cuando un eritrocito se sitúa en mitad de las líneas superior y/o de la izquierda, entonces es contabilizado. Pero no se contabiliza cuando se sitúa

El rango normal de recuento de glóbulos rojos es el siguiente:
Mujeres: 3.9-5.6 millones/µl
Hombres: 4.5-6.5 millones/µl
Determine el recuento del sujeto cuya muestra aparece en la imagen.
Cual es la solución?



Técnicas de estudio de líneas celulares
TÉCNICAS DE CONTAJE CELULAR
Una suspensión celular se caracteriza por presentar un número de partículas microscópicas dispersas en un fluido. Habitualmente será necesario determinar tanto la densidad de las células en la suspensión como el porcentaje de éstas que son viables.
Para determinar la densidad de las células se emplean diferentes técnicas, desde la relativamente simple cámara de contaje celular de la que existen numerosas variantes, entre ellas la que empleamos (cámara de Neubauer), hasta equipos automáticos de contaje celular como el "Cell Coulter" de la empresa Beckman-Coulter.
El principio del contador celular se basa en la medida de los cambios en la resistencia eléctrica que se producen cuando una partícula no conductora en suspensión en un electrolito atraviesa un pequeño orificio. Como se puede ver en el esquema, una pequeña abertura entre los electrodos es la zona sensible a través de la que pasan las partículas que se encuentran en suspensión. Cuando una partícula atraviesa el orificio desplaza su propio volumen de electrolito. El volumen desplazado es medido como un pulso de voltaje. La altura de cada pulso es proporcional al volumen de la partícula. controlando la cantidad de la suspensión que circula a través del orificio es posible contar y medir el tamaño de las partículas. Es posible contar y medir varios miles de partículas por segundo, independientemente de su forma, color y densidad.
En la unidad de Citometría de flujo y Microscopia Confocal de los Servicios Científico-Técnicos de la Universidad de Barcelona se dispone de contadores celulares.
Sin embargo, es posible determinar la densidad celular empleando métodos más sencillos. Nos basta con una cámara de contaje celular, por ej. la cámara de Neubauer, y un microscopio. Una cámara de contaje celular es un dispositivo en el que se coloca una muestra de la suspensión a medir. El dispositivo presenta unas señales que determinan un volumen conocido (x microlitros). Al contar bajo el microscopio el número de partículas presentes en ese volumen se puede determinar la densidad de partículas en la suspensión de origen.
La cámara de Neubauer es una cámara de contaje adaptada al microscopio de campo claro o al de contraste de fases. Se trata de un portaobjetos con una depresión en el centro, en el fondo de la cual se ha marcado con la ayuda de un diamante una cuadrícula como la que se ve en la imagen. Es un cuadrado de 3 x 3 mm, con una separación entre dos lineas consecutivas de 0.25 mm. Así pues el área sombreada y marcada L corresponde a 1 milimetro cuadrado. La depresión central del cubreobjetos está hundida 0.1 mm respecto a la superficie, de forma que cuando se cubre con un cubreobjetos éste dista de la superficie marcada 0.1 milímetro, y el volumen comprendido entre la superficie L y el cubreobjetos es de 0.1 milímetro cúbico, es decir 0.1 microlitro.
Si contamos las cuatro áreas sombreada (L) observando un total de x células entre las cuatro áreas, la concentración en la suspensión celular será :
concentración en la suspensión (células / mL) = 10000 (x/4)
En la imagen puedes observar el aspecto de una de las regiones marcadas como L y que en el microscopio se ven como una cuadrícula de 16 pequeños cuadrados de 0.25 milímetros de lado. Esta imagen ha sido tomada empleando un microscopio invertido de contraste de fases.
Existen numerosos modelos de cámaras de contaje celular adaptadas a su uso en microscopía. En la imagen puedes observar una cámara de Neubauer doble, como las que usas en el laboratorio de prácticas.
Para determinar la viabilidad celular se emplean diferentes métodos. El más común es el de tinción con azul tripán. El azul tripán es un coloide que se introduce en el interior de las células que presentan roturas en la membrana. Así pues las células que aparecen en la imagen, claramente de color azul, son consideradas no viables. Asimilar células blancas, por exclusión, a células viables es un error pues por este método se sobrevalora la viabilidad de las células en la suspensión, determinando como inviables sólo aquellas con la membrana rota. Existen otros métodos de determinación de la viabilidad celular como el más preciso de la tinción con ioduro de propidio

En la red dispones de descripciones detalladas sobre como utilizar un hemocitómetro, como la propuesta por P.J. Hansen, o la detallada descripción que aporta Beckton-Dickinson, y los problemas de cálculo de parámetros celulares que plantea empleando datos obtenidos a partir de un hemocitómetro, y otros protocolos para el contaje de células (en protocol-online)

Técnicas de estudio de líneas celulares
TÉCNICAS DE CONTAJE CELULAR
Una suspensión celular se caracteriza por presentar un número de partículas microscópicas dispersas en un fluido. Habitualmente será necesario determinar tanto la densidad de las células en la suspensión como el porcentaje de éstas que son viables.
Para determinar la densidad de las células se emplean diferentes técnicas, desde la relativamente simple cámara de contaje celular de la que existen numerosas variantes, entre ellas la que empleamos (cámara de Neubauer), hasta equipos automáticos de contaje celular como el "Cell Coulter" de la empresa Beckman-Coulter.
El principio del contador celular se basa en la medida de los cambios en la resistencia eléctrica que se producen cuando una partícula no conductora en suspensión en un electrolito atraviesa un pequeño orificio. Como se puede ver en el esquema, una pequeña abertura entre los electrodos es la zona sensible a través de la que pasan las partículas que se encuentran en suspensión. Cuando una partícula atraviesa el orificio desplaza su propio volumen de electrolito. El volumen desplazado es medido como un pulso de voltaje. La altura de cada pulso es proporcional al volumen de la partícula. controlando la cantidad de la suspensión que circula a través del orificio es posible contar y medir el tamaño de las partículas. Es posible contar y medir varios miles de partículas por segundo, independientemente de su forma, color y densidad.
En la unidad de Citometría de flujo y Microscopia Confocal de los Servicios Científico-Técnicos de la Universidad de Barcelona se dispone de contadores celulares.
Sin embargo, es posible determinar la densidad celular empleando métodos más sencillos. Nos basta con una cámara de contaje celular, por ej. la cámara de Neubauer, y un microscopio. Una cámara de contaje celular es un dispositivo en el que se coloca una muestra de la suspensión a medir. El dispositivo presenta unas señales que determinan un volumen conocido (x microlitros). Al contar bajo el microscopio el número de partículas presentes en ese volumen se puede determinar la densidad de partículas en la suspensión de origen.
La cámara de Neubauer es una cámara de contaje adaptada al microscopio de campo claro o al de contraste de fases. Se trata de un portaobjetos con una depresión en el centro, en el fondo de la cual se ha marcado con la ayuda de un diamante una cuadrícula como la que se ve en la imagen. Es un cuadrado de 3 x 3 mm, con una separación entre dos lineas consecutivas de 0.25 mm. Así pues el área sombreada y marcada L corresponde a 1 milimetro cuadrado. La depresión central del cubreobjetos está hundida 0.1 mm respecto a la superficie, de forma que cuando se cubre con un cubreobjetos éste dista de la superficie marcada 0.1 milímetro, y el volumen comprendido entre la superficie L y el cubreobjetos es de 0.1 milímetro cúbico, es decir 0.1 microlitro.
Si contamos las cuatro áreas sombreada (L) observando un total de x células entre las cuatro áreas, la concentración en la suspensión celular será :
concentración en la suspensión (células / mL) = 10000 (x/4)
En la imagen puedes observar el aspecto de una de las regiones marcadas como L y que en el microscopio se ven como una cuadrícula de 16 pequeños cuadrados de 0.25 milímetros de lado. Esta imagen ha sido tomada empleando un microscopio invertido de contraste de fases.
Existen numerosos modelos de cámaras de contaje celular adaptadas a su uso en microscopía. En la imagen puedes observar una cámara de Neubauer doble, como las que usas en el laboratorio de prácticas.
Para determinar la viabilidad celular se emplean diferentes métodos. El más común es el de tinción con azul tripán. El azul tripán es un coloide que se introduce en el interior de las células que presentan roturas en la membrana. Así pues las células que aparecen en la imagen, claramente de color azul, son consideradas no viables. Asimilar células blancas, por exclusión, a células viables es un error pues por este método se sobrevalora la viabilidad de las células en la suspensión, determinando como inviables sólo aquellas con la membrana rota. Existen otros métodos de determinación de la viabilidad celular como el más preciso de la tinción con ioduro de propidio

En la red dispones de descripciones detalladas sobre como utilizar un hemocitómetro, como la propuesta por P.J. Hansen, o la detallada descripción que aporta Beckton-Dickinson, y los problemas de cálculo de parámetros celulares que plantea empleando datos obtenidos a partir de un hemocitómetro, y otros protocolos para el contaje de células (en protocol-online)





se aseptiza el dedo con alcohol y luego se seca al aire o con algodón. Se coge entre el pulgar y el índice y se hace una punción rápida y penetrante a través de la piel de la punta del dedo con una lanceta estéril.
2. Se deshecha la primera gota de sangre y se aspira la siguiente con la pipeta de dilución perfectamente limpia y seca hasta la señal 1 o 0.5 (también puede utilizarse la pipeta de hemoglobina, de 20 microlitros). Hay que evitar la entrada de burbujas de aire, pudiendo ayudarnos de un papel de filtro para conseguir el enrasado.
3. A continuación se toma con la pipeta líquido de Hayem, isotónico con la sangre, hasta la señal 1; así, la sangre queda diluida al 1/10, si tomamos sangre hasta la señal 1, o al 1/20 si tomamos hasta 0.5. Esto es así porque el volumen de la bola de la pipeta es 100 veces superior al del capilar de la misma. (Si hemos utilizado la pipeta de hemoglobina podemos diluir su contenido en 2 o 4 ml de líquido de Hayem para obtener diluciones 1/100 o 1/200).
4. Tomamos la pipeta (o el tubo de ensayo) entre los dedos índice y pulgar y agitamos. A través de la goma de conexión con la pipeta, soplamos para despreciar las primeras gotas por corresponder al líquido que estaba en el capilar.
5. Se adapta un cubreobjetos sobre una cámara cuentaglóbulos limpia y seca y se coloca una gota en uno de los lados del cubre; esta gota penetra por capilaridad y rellena el retículo de la misma.
6. Una vez preparada la cámara se coloca sobre la platina del microscopio dejándose unos minutos en reposo para que sedimenten los glóbulos. Disponemos el condensador bajo y luz débil; enfocamos primero con el objetivo débil seco y luego se cambia al fuerte seco para proceder al recuento, que se lleva a cabo en los cuadrados pequeños del retículo marcado en color rojo. Finalizado el recuento se procede a la limpieza de la pipeta con acético 1:3, agua destilada y alcohol-éter sucesivamente.
7.El volumen de sangre en el cual se han contado las células resulta de multiplicar la profundidad de la cámara por el factor de dilución, la superficie de los cuadrados y el número de cuadrados contados.
Con cámara de NEUBAUER: Superficie de 1 cuadrado grande (1/20 mm de lado):

Volumen de un cuadrado grande (1/10 mm de profundidad):

Si contamos "a" glóbulos rojos en "n" cuadrados pequeños, el número de glóbulos por cuadrado será a/n.
Si en un volumen 1/4000 mm3 hay a/n glóbulos rojos, en 1 mm3 habrá X. Luego:

siendo X el número de glóbulos rojos existentes por cada mm3 de sangre diluida.
Si la sangre se diluyó a 1/100 o 1/200, habrá que multiplicar el valor X por 100 o 200 respectivamente, con lo cual obtendremos un nuevo valor, Y, que representa el número de glóbulos rojos existentes por cada mm3 de sangre (sin diluir).


Se utilizan para calcular, mediante el uso del microscopio, el número de partículas (leucocitos, hematíes, bacterias…) por unidad de voluimen de un líquido.
La cámara está constituida por una placa base de vidrio especial pareciso a un porta, su parte central se encuentra separada de los extremos por unas ranuras. en ella se encuentran las cuadrículas de recuento.
La fórmula de contaje es: partículas/mm3= partículas contadas.
Clases de cámaras:
- Neubauer improved: Es el más utilizado (9 cuadros grandes, cada 1 de 1 mm2.)
- Neubauer: La diferencia es el cuadro grande central.
- Thoma: Se utiliza solo para el recuento de eritrocitos.
- Fuchs-Rosenthal: Se utiliza habitualmente para recuento de células en líquidos orgánicos (LCR, Líquido sinovial…)

CUESTIONARIO DEL PIE DE REY
1.- Es un instrumento para medir dimensiones de objetos relativamente pequeños, Se atribuye al cosmógrafo y matemático portugués que se llama: Pedro Núñez


2.- En qué año se le atribuye el pie de rey al cosmógrafo y matemático portugués.

1534


3.- También se ha llamado pie de rey al: vernier


4.- En que año se le atribuye el pie de rey al geómetra pedro Vernier.


1631



5.- ¿Qué otro nombre recibe el origen del pie de rey?


Calibre, pie de metro, pie a coliza


R: Nombre: pie de rey o vernier


------------------------------------------------


En los recuadros siguientes ponga el número y nombre correspondiente de la figura de medición



1 Mordazas para medidas externas
2 Mordazas para medidas internas
3 Coliza para medidas de profundidades
4 Escala con divisiones en centimetros y milimetros.
5 Escala con divisiones en pulgadas y fracciones de pulgadas
6 Nonio para la lectura de las fracciones de milímetros en que esté dividido
7 Nonio para la lectura de las fracciones de pulgada en que esté dividido
8 Botón de deslizamiento y freno

[vernier.png]


PRACTICA No 1
Uso y Manejo del Microscopio

OBJETIVO: El alumno técnico en Laboratorio clínico aprenderá a usar y manejar adecuadamente el microscopio, aplicándolo en las diferentes áreas del laboratorio teniendo como finalidad el enfoque de los diferentes objetos que se le indiquen.

INTRODUCCION: Los alumnos de laboratorio clínico, deben de utilizar el microscopio de forma adecuada aplicando los conocimientos anteriormente aprendidos, para que puedan obtener un mejor funcionamiento y manejo del mismo ya que en el podrán observar diferentes estructuras diminutas que no se alcanzan a ver de forma microscópica.

MANEJO Y USO DEL MICROSCOPIO ÓPTICO COMPUESTO

Partes de un microscopio óptico


INSTRUCCIÓN:
1.- De acuerdo al grafico que se te indica, trata de identificar en forma ordenada las partes del microscopio.
2.- Sigue los pasos indicados para que puedas identificar usar y manejar cada una de las partes del microscopio
3.- Partes de un microscopio:

SISTEMA ÓPTICO
•1. OCULAR: Lente situada cerca del ojo del observador (Amplia la imagen del objetivo)
•2. OBJETIVO: Lente situada cerca de la preparación (Amplia la imagen de esta)
•3. CONDENSADOR : Lente que concentra los rayos luminosos sobre la preparación
•4. DIAFRAGMA: Regula la cantidad de luz que entra en el condensador.
•5. FOCO: Dirige los rayos luminosos hacia el condensador.

SISTEMA MECÁNICO
SOPORTE: Mantiene la parte óptica. Tiene dos partes: el pie o base y el brazo.
PLATINA: Lugar donde se deposita la preparación.
CABEZAL: Contiene los sistemas de lentes oculares. Puede ser monocular, binocular o Tríocular...
REVÓLVER: Contiene los sistemas de lentes objetivos. Permite, al girar, cambiar los objetivos.
TORNILLOS DE ENFOQUE: Macrométrico que aproxima el enfoque y micrométrico que consigue el enfoque correcto.

4.- Una vez identificadas las partes del microscopio, deberás usar y manejar cada una de ellas de acuerdo a la guía que se te proporciona. Para terminar aprendiendo a enfocar las diferentes muestras.

MANEJO DEL MICROSCOPIO


1Colocar el objetivo de menor aumento en posición de empleo y bajar la platina completamente. Si el microscopio se recogió correctamente en el uso anterior, ya debería estar en esas condiciones.

2 Colocar la preparación sobre la platina sujetándola con las pinzas metálicas
3Comenzar la observación con el objetivo de 4x (ya está en posición) o colocar el de 10 aumentos (10x) si la preparación es de bacterias.
4. Para realizar el enfoque:
a.- Acercar al máximo la lente del objetivo a la preparación, empleando el tornillo macrométrico.
Esto debe hacerse mirando directamente y no a través del ocular, ya que se corre el riesgo de
incrustar el objetivo en la preparación pudiéndose dañar alguno de ellos o ambos

b.- Mirando, ahora sí, a través de los oculares, ir separando lentamente el objetivo de la
preparación con el macrométrico y, cuando se observe algo nítida la muestra, girar el micrométrico hasta obtener un enfoque fino.

5 Pasar al siguiente objetivo. La imagen debería estar ya casi enfocada y suele ser suficiente con mover un poco el micrométrico para lograr el enfoque fino. Si al cambiar de objetivo se perdió por completo la imagen, es preferible volver a enfocar con el objetivo anterior y repetir la operación desde el paso 3. El objetivo de 40x enfoca a muy poca distancia de la preparación y por ello es fácil que ocurran dos tipos de percances: incrustarlo en la preparación si se descuidan las precauciones anteriores y mancharlo con aceite de inmersión si se observa una preparación que ya se enfocó con el objetivo de inmersión.

6 EMPLEO DEL OBJETIVO DE INMERSIÓN:
A.- Bajar totalmente la platina
B.- Subir totalmente el condensador para ver claramente el círculo de luz que nos indica la zona
que se va a visualizar y donde habrá que echar el aceite.
C.- Girar el revólver hacia el objetivo de inmersión dejándolo a medio camino entre éste y el de
x40.
D.- Colocar una gota mínima de aceite de inmersión sobre el círculo de luz.
E.- Terminar de girar suavemente el revólver hasta la posición del objetivo de inmersión.
F.- Mirando directamente al objetivo, subir la platina lentamente hasta que la lente toca la gota de
aceite. En ese momento se nota como si la gota ascendiera y se adosara a la lente.
G.- Enfocar cuidadosamente con el micrométrico. La distancia de trabajo entre el objetivo de inmersión y la preparación es mínima, aun menor que con el de 40x por lo que el riesgo de accidente es muy grande.
H.- Una vez se haya puesto aceite de inmersión sobre la preparación, ya no se puede volver a usar el objetivo 40x sobre esa zona, pues se mancharía de aceite. Por tanto, si desea enfocar otro campo, hay que bajar la platina y repetir la operación desde el paso 3.
I.- Una vez finalizada la observación de la preparación se baja la platina y se coloca el objetivo de menor aumento girando el revólver. En este momento ya se puede retirar la preparación de la platina. Nunca se debe retirar con el objetivo de inmersión en posición de observación.
J.- Limpiar el objetivo de inmersión con cuidado empleando un papel especial para óptica. Comprobar también que el objetivo 40x está perfectamente limpio.



5.- Preparar las siguientes muestras para su observación al microscopio:
MATERIALES:

6.- MATERIALES DE LABORATORIO
1.- MICROSCOPIO
2.- ESTUCHE DE DISECCIÓN 3.- PORTAOBJETOS
4.- CUBREOBJETOS 5.- PALILLOS DE MADERA
6.- ABATELENGUA 7.- ASA DE PLATINO O BACTERIOLOGICA
8.- PAPEL PARA MICROSCOPIO 9.- ACEITE DE INMERSIÓN .
Aceite
1. Muestras de tomate
2. Muestras de cebolla
3. Muestra de sangre
4. Muestra de vegetal (hoja)


6.- Una vez terminada la observación de los materiales ya indicados deberás realizar el mantenimiento y las precauciones debidas del microscopio, siguiendo los siguientes pasos.
MANTENIMIENTO Y PRECAUCIONES

1 Al finalizar el trabajo, hay que dejar puesto el objetivo de menor aumento en posición de observación, asegurarse de que la parte mecánica de la platina no sobresale del borde de la misma y dejarlo cubierto con su funda.

2 Cuando no se está utilizando el microscopio, hay que mantenerlo cubierto con su funda para evitar que se ensucien y dañen las lentes. Si no se va a usar de forma prolongada, se debe guardar en su caja dentro de un armario para protegerlo del polvo
3 Nunca hay que tocar las lentes con las manos. Si se ensucian, limpiarlas muy suavemente con un papel de filtro o, mejor, con un papel de óptica.
4 No dejar el portaobjetos puesto sobre la platina si no se está utilizando el microscopio.
5 Después de utilizar el objetivo de inmersión, hay que limpiar el aceite que queda en el objetivo con pañuelos especiales para óptica o con papel de filtro (menos recomendable). En cualquier caso se pasará el papel por la lente en un solo sentido y con suavidad. Si el aceite ha llegado a secarse y pegarse en el objetivo, hay que limpiarlo con una mezcla de alcohol-acetona (7:3) o xilol. No hay que abusar de este tipo de limpieza, porque si se aplican estos disolventes en exceso se pueden dañar las lentes y su sujeción.
6 No forzar nunca los tornillos giratorios del microscopio (macrométrico, micrométrico, platina, revólver y condensador)
7 El cambio de objetivo se hace girando el revólver y dirigiendo siempre la mirada a la preparación para prevenir el roce de la lente con la muestra. No cambiar nunca de objetivo agarrándolo por el tubo del mismo ni hacerlo mientras se está observando a través del ocular.
8 Mantener seca y limpia la platina del microscopio. Si se derrama sobre ella algún líquido, secarlo con un paño. Si se mancha de aceite, limpiarla con un paño humedecido en xilol.
9 Es conveniente limpiar y revisar siempre los microscopios al finalizar la sesión práctica y, al acabar el curso, encargar a un técnico un ajuste y revisión general de los mismos.

.- Resultados de los campos microscópicos observados:
Conclusión
Debes de aplicar el número de objetivo donde obtuviste el enfoque adecuado, explicando brevemente tu experiencia obtenida. (Utiliza colores de madera para representar los gráficos).

Conclucion:
en esta practica los integrantes de la mesa pudimos experimentar con el microscopio, explorarlo y empezar a conocer las partes que lo componen, observamos la camara de neubauer atravez del microscopiio y aprendiimos a poder enfocar con la ayuda del nuestro maestro hasta poder aclarar y observar la imagen bien la cual era de formas cuadriculadas.
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PRACTICA No 2
Pesos y Medidas






obejetivo:
Aprender a utilizar los materiales para la medicion de masa y volumen existentes en un laboratorio clinico.



Introduccion:
Desde la epoca de los egipcios a.C. se utilizan las medidas, los egipcios utilizaban como medida si pie, lo largo de su brazo, la cuarta, los dedos y el codo. conforme fue pasando el tiempo tambien las medidas fueron cambiando hasta llegar a ser establecidas como medidas internacioneles comolo son el ml, Lt, kg, cm, m, etc.

en esta practica veremos las medidas en masa y volumen de los instrumentos de laboratorio de analisis clinicos.







1-Materiales:

Matraz Elermeyer. 250ml.



Pipeta Graduada 4 ml.



Pipeta Graduada 5 ml.


Probeta 100 ml.



Pipeta Pastaur.



Vaso de Presipitado 500 ml.



Vidrio de Reloj.



Porta Objetos.



Cubre Objetos.



Cristalizador



Vaso de Precipitado 50 ml.



vulvo



Agua destilada Y de la Llave.




Lugar de trabajo: Laboratorio de análisis clínicos (químicos) equipo de bioseguridad (bata, guantes, gorro, cubre bocas, lápiz, hojas blancas, borrador y plumones o bicolores de madera.

Procedimiento:
1. Peso de materiales (masa): El alumno debe de solicitar una balanza gran ataría para realizar el peso de los materiales que se le facilitan registrando el peso de cada elemento de forma ordenada (alfa numérico) además de registrar la capacidad en volumen de cada elemento debe solicitar agua destilada para realizar sus trabajos utilizando el baso de precipitado de 250 ml. Con una capacidad de 200 ml.
2. El alumno debe utilizar su habilidad y destreza para poder llevar a cabo esta actividad de peso y medida donde puede tener margen de error en el manejo de la sustancia contra los pesos y medidas que deben utilizar.
3. Medición de líquidos con pipetas: En esta actividad debe solicitar 5 tubos de ensayo, una perilla de hule, tapón para tubos de ensayo, tela de maskintape .
4. Introducir en la punta de la pipeta en el baso de precipitado que contenga liquido.
5. Succione hasta que el liquido hacienda hacia arriba de la marca superior solicitada la cual será de 1 ml, 2 ml, 3 ml, 4 ml y 5 ml.
Para poder verificar las gotas correspondientes a 1 ml debe utilizar una pipeta Pasteur con embolo o globo de pastico manejando 1 ml de agua para realizar puntero en gotas debe solicitar un gotero.
6. Solicitar un vidrio de reloj para llevar a cabo el peso de 1 ml de agua destilada y compararla con 1 ml de agua corriente de la llave.
La succión del pipeteo la pueden realizar con la boca si es agua, si con líquidos corrosivos los deben de utilizar con perillas de hule y si es algunas pipetas como la de Salí o pipetas de toma se debe solicitar una manguera especial para estas pipetas.
Para saber si ya esta la cantidad exacta observe la posición del menisco que se forma.
7. Realice 5 determinaciones con pipetas de diferentes capacidades para comparar los resultados vacié el contenido de la pipeta en una probeta que tenga capacidad de recibir el liquido que contiene la pipeta
8. Lave la pipeta y enjuague con agua destilada, coloque la pipeta en una gradilla o bien en un baso de precipitado de 500 ml.
9. Antes de usar una pipeta se deben observar cuidadosamente y entender las marcas de equilibracion y capacidad.

Material.......Peso en Vacio........ Peso con Azúcar.

Matraz Erlenmeyer 250ml...131.2 gr....331.2 gr

Pipeta Graduada 5 ml. ..22.4 gr....

Pipeta Graduada 4 ml. ...22.27 gr ........

Probeta 100 ml. .....126.1 gr ..............218 gr

Pipeta Pasteur ........3.2 gr ...--
.
Vaso de Precipitado. 400 ml. ....99.4 gr ......499.4 gr

Vidrio de Reloj. .....1
Portaobjetos. ...............5.3 gr ............

Cubreobjetos. ................2 gr.................

Cristalizador. ..........56.6 gr..........-

Vaso de Precipitado. 10ml. .........28.6 gr ...................68.6 gr

Vulbo. .............................2.2 gr...............



Conclucion
Es importante saber manejar y manipular los instrumentos de laboratorio, en esta practica aprendimos como pesar los instrumentos de un laboratorio, aprendimos, midiendo su masa al estar vacios y despues llenos de azucary su volumen, pudimos observar la gran diferencia entre el agua sucia y el agua especial ke se utiliza en los laboratorios de analisis clinicos que es agua destilada.


PRECTICA No 3

Pipeteo.*



Objetivo:
para el fin de esta practica tenemos que tener claro para que nos sirve el pipeteo, en que nos beneficia, que pasaria si no ubiera est etipo de instrumentos d elaboratorio como l oson las pipetas de diferentes dimensiones, vasos de presipitado tubos de ensaye etc.

Introducción
en tiempos anteriores a los nuestros no era posible transportar y mucho menos medir cantidades en volumen de las diferentes sustancias existentes, pero conforme paso el tiempo, grasias a la imaginacion y capacidad del hombre se fueron creando instrumentos ke nos dan las medidas exactas de el volumen de un liquido como lo son:



Las pipetas graduadas





Las probetas graduadas



Vasos de precipitado



Pipeta de Sally


Pipeta de Thomas







Indicación
Tomar cada pipeta, verificar el volumen que estas pueden cargar, se deposita en la probeta graduada para poder medir el liquido.

se toma cada una de las pipetas y se trabaja hasta donde el meñisco marque la graduacion de la pipeta, y se trabaja cada uno de los tubos de ensaye con: 1ml, 2ml, 3ml, 4ml, 5 ml por separado.



Con la pipeta de thomas se verifica el liquido que esta puede contener en microlitros, para eso se utiliza la manguera con boquilla.

Van a succionar el liquido utilizando la pipeta de sally y registrando cada una de las actividades que se estan llevando acabo en la mesa.

Se realizara punteo en gota en la laminilla de cristal para pruevas inmunologicas.

Material

probeta graduada de 100ml.



pipeta volumetrica 5ml.


vaso de presipitado 500ml.


pipeta automatica




vaso de presipitado 50ml.



pipeta graduada 5ml.


pipeta graduada 10ml.



pipeta pasteur.


5 tubos de ensaye.



pipeta de sally.



vulvo.


laminilla de crsital para pruevas inmunologicas.



manguera con boquilla.


pipeta serologica.



Desarrollo
Se tomo la pipeta de 10ml. la llenaron y traspasaron el liquido a la probeta graduada de 100ml.

y como resultado se obtubieron 15ml.

Ahora se tomo la pipeta volumetrica llena, se traspaso a la probeta de 100ml. y do como resultado 7ml.

se tomo la pipeta de 5ml. llena completamente, se vacia a la probeta de 100ml. y se obtubieron 9ml.

se toma la pipeta serologica llena, y el liquido se vacia a la probeta de 100ml. y se obtienen 3ml.

se llena completamente la pipeta de sally y se traspasa a el vaso precipitado de 50ml. y da 0.5ml.

se pasaron los diferentes tipos de pipetas y cinco integrantes de la mesa traspasaron 1ml, 2ml, 3ml, 4ml, y 5ml, con la pipeta pasteur punteamos en la laminilla de cristal para pruevas inmunologicas.

Conclusion
Esta practica nos ayudo mucho, porque al hacerla utilizamos algunos de los instrumentos que conforman el laboratorio de analisis clinicos, el volumen y l amasa de una sustancia. pudimos desenvolvernos mejor al hacer el trabajo y tener bases para nuestras proximas practicas en un futurono muy lejano.

TAREA No 1
PARAMECIUM
paramecium son protozoos ciliados con forma de suela de zapato o elipsoide, habituales en aguas dulces estancadas con abundante materia orgánica, como charcos y estanques. Son probablemente los seres unicelulares mejor conocidos y los protozoos ciliados más estudiados por la Ciencia. El tamaño ordinario de todas las especies de paramecios es de apenas 0'05 milímetros.

Carecen de flagelos, pero los cilios son muy abundantes y recubren toda su superficie. A ellos les corresponde proporcionar movimiento al organismo. La membrana externa absorbe y expulsa regularmente el agua del exterior con el fin de controlar la osmorregulación, proceso dirigido por dos vacuolas contráctiles.

TAREA No 2
PARAMECIUM

paramecium son protozoos ciliados con forma de suela de zapato o elipsoide, habituales en aguas dulces estancadas con abundante materia orgánica, como charcos y estanques. Son probablemente los seres unicelulares mejor conocidos y los protozoos ciliados más estudiados por la Ciencia. El tamaño ordinario de todas las especies de paramecios es de apenas 0'05 milímetros.



ESCHIRICHEA COLIN:
Escherichia coli, bacteria con forma de bastón (bacilo), que pertenece a la familia de las Enterobacteriáceas; está considerada como el material...

SALMONELLA THYPI:
Las salmonellas son bacterias gram-negativas, lo cual significa que no se tiñen
de azul con el colorante aplicado en la prueba diseñada por Gram. Esto se debe a que
dicho colorante tiñe la pared celular, que en estos casos está cubierta por una membrana
externa. Es así que estas bacterias están envueltas por varias capas: la membrana
externa, la pared celular (que es diez veces más delgada que en las bacterias grampositivas),
y la membrana interna. La membrana externa e interna delimitan al
periplasma. La apariencia de las bacterias en el microscopio es de bacilos, o cilindroscon puntas

BRUCELLA ABORTUS.

Brucella es un género de bacterias Gram negativas.[1] Son cocobacilos pequeños (0,5-0,7 por 0.6-1.5 µm), no-móviles y encapsulados. Se conocen unas pocas especies de Brucella, cada una de las cuales se diferencia ligeramente en la especificidad del huésped: B. melitensis infecta cabras y ovejas, B. abortus infecta vacas, B. suis infecta cerdos, B. ovis infecta ovejas y B. neotomae. Recientemente se ha descubierto una nueva especie en mamíferos marinos: B. pinnipediae.

Brucella es la causa de la brucelosis, una verdadera enfermedad zoonótica (no se ha descrito la transmisión humano-a-humano).[1] Es transmitida por la ingestión de comida infectada, contacto directo con un animal infectado o por inhalación de aerosoles. La exposición infecciosa mínima está en 10-100 organismos. La brucelosis se produce principalmente por exposición ocupacional (por ejemplo, exposición al ganado, ovejas, cerdos), pero también por el consumo de productos lácteos no pasteurizados.

Brucella se aisla de cultivos sobre un medio de sangre. Puede requerir una incubación prolongada (hasta 6 semanas) puesto que son organismos de crecimiento lento, pero sobre las máquinas automáticas modernas, los cultivos a menudo pueden ser positivos en siete días. Mediante la tinción de Gram aparecen como densas aglomeraciones de cocobacilos Gram-negativos.

Es crucial poder distinguir Brucella de Salmonella que podría también ser aislada de cultivos de sangre y son Gram-negativos. El test para la ureasa puede utilizarse para ello ya que son positivos para el primero y negativos para el segundo.

Brucella podría también detectarse en la médula ósea.

No hay un procedimiento clínico para el tratamiento óptimo, pero la combinación más utilizada implica tres semanas de tratamiento con rifampicina y doxiciclina dos veces al día, que parece ser eficaz.[2] [3] La ventaja de este tratamiento es que puede tomarse oralmente, aunque aparacen frecuentemente efectos secundarios (náusea, vómito, pérdida del apetito).[3]

En un estudio publicado en Science en Agosto de 2007 se reveló que Brucella reacciona fuertemente a la presencia del espectro azul de la luz natural, reproducciéndose rápidamente y convirtiéndose en un agente infeccioso. Consecuentemente, la privación de las longitudes de onda azules bajó la tasa de crecimiento de Brucella en un espectacular 90%.[4] [5]

PROTEUS.

Proteus es un genero de bacterias gramnegativas, que incluye patógenos responsables de muchas infecciones del tracto urinario.[1] Las especies de Proteus normalmente no fermentan lactosa por razón de tener una β galactosidasa, pero algunas se han mostrado capaces de hacerlo en el test TSI (Triple Sugar Iron). Son oxidasa-negativas y ureasa-positivas. Algunas especies son mótiles.[2] Tienden a ser organismos pleomórficos, no esporulados ni capsulados y son productoras de fenilalanina desaminasa.[3] Con la excepción de P. mirabilis, todos los Proteus reaccionan negativos con la prueba del indol.

Proteus es un género de bacterias ubicuos, residentes del tracto intestinal del hombre y otros animales.

Crecen en medios corrientes y moderadamente selectivos a temperatura corporal de 37ºC. Crecen formando capas diseminadas por virtud de su gran motilidad. Existen variantes inmóviles que forman colonias lisas.

TAREA No 3

MICROORGANISMOS
PAREMESIUM

Los paramecios (género Paramecium) son protozoos ciliados con forma de suela de zapato o elipsoide, habituales en aguas dulces estancadas con abundante materia orgánica, como charcos y estanques. Son probablemente los seres unicelulares mejor conocidos y los protozoos ciliados más estudiados por la Ciencia. El tamaño ordinario de todas las especies de paramecios es de apenas 0'05 milímetros.

Carecen de flagelos, pero los cilios son muy abundantes y recubren toda su superficie. A ellos les corresponde proporcionar movimiento al organismo. La membrana externa absorbe y expulsa regularmente el agua del exterior con el fin de controlar la osmorregulación, proceso dirigido por dos vacuolas contráctiles.

En su anatomía destaca el citostoma, una especie de invaginación situada a todo lo largo del paramecio de la que éste se sirve para capturar el alimento, conformado por partículas orgánicas flotantes y microorganismos menores. El citostoma conduce a una citofaringe antes de que el alimento pase al interior de este protozoo. Otros orgánulos de fácil observación son el núcleo eucariota, situado junto a un "micronúcleo" en el centro del paramecio, y las vacuolas digestivas, que digieren constantemente el alimento capturado. Los desechos se expulsan por exocitosis, mediante vacuolas de secreción que se originan a partir de las digestivas.

Como muchos otros microorganismos, los paramecios se reproducen asexualmente por fisión binaria


PRUEBAS CEROLOGICAS No 3
Pruebas SerologicasDefinición de Serología:
Es un examen del líquido seroso de la sangre (suero, el líquido transparente que se separa cuando la sangre se coagula) que se utiliza para detectar la presencia de anticuerpos contra un microorganismo.


En otras palabras, la serología se refiere al estudio del contenido de anticuerpos en el suero. Ciertos microorganismos estimulan al cuerpo para producir estos anticuerpos durante una infección activa. En el laboratorio, los anticuerpos reaccionan con los antígenos de formas específicas, de tal manera que se pueden utilizar para confirmar la identidad del microorganismo en particular.

gradilla excabada para pruebas Serologicas.


Existen varias técnicas serologicas que se utilizan dependiendo de los anticuerpos de los cuales se sospecha entre las que se pueden mencionar aglutinación, precipitación, fijación del complemento, anticuerpos fluorescentes y otras.

Los laboratorios de inmunología y serología se concentran en lo siguiente:
Identificar anticuerpos (proteínas hechas por una clase de glóbulo blanco como respuesta a un antígeno, una proteína extraña en el cuerpo).

Investigar los problemas del sistema inmunológico, como las enfermedades autoinmunológicas (cuando el sistema inmunológico del cuerpo ataca a sus propios tejidos) y los trastornos de inmunodeficiencia (cuando el sistema inmunológico del cuerpo no está lo suficientemente activo).
Determinar la compatibilidad de la sangre para transfuciones.
Reacción febril:
una prueba serológica que se emplea para diagnosticar tifoidea, y brucelosis, se basan en la aglutinación con extractos bacterianos de los antígenos O y H de la salmonella tiphy, antígeno H de la salmonella paratiphy y antígenos contra brucellas abortus.
Prueba de embarazo:
Es una prueba que mide una hormona llamada gonado tropina corionica (GCH), producida durante el embarazo. Esta hormona aparece en la sangre y en la orina de las mujeres embarazadas hasta 10 días después de la concepción.
VDRL:
En la prueba de VDRL, el suero del paciente es inactivado a 56 grados Celsius por 30 minutos, si se usa liquido cefalorraquídeo (LCR) solo se debe centrifugar luego la mezcla con un antígeno, que es una solución buffer salina de cardiolipina y lecitina adosadas a partículas de colesterol. Esta prueba se realiza en lamina y puede ser observada al microscopio como un precipitado de partículas finas (floculación), o puede realizarse en un tubo de ensaye y ser leída macroscópicamente.Los resultados en lamina son comunicados como no reactivos (no hay floculación), débilmente reactivos (ligera floculación) y reactivos floculación definitiva.Todos los sueros reactivos se diluyen seriada mente a cada dilución se le realiza la prueba de VDRL y se registra el titulo máximo obtenido, rara vez se tiene a un paciente con un titulo elevado en las disoluciones y VDRL no reactivo en la muestra sin diluir (fenómeno de prozona), si ocurriera es mas frecuente en sífilis secundaria.Un nombre alternativo seria: batería de pruebas del laboratorio de investigación de enfermedades venéreas, prueba para detección de sifilis
PRUEBA ELISA:


Tarea No. 4

Bitácora
Ahora bien, el término es usado también para nombrar un registro escrito de las acciones que se llevaron a cabo en cierto trabajo o tarea. Esta bitácora incluye todos los sucesos que tuvieron lugar durante la realización de dicha tarea, las fallas que se produjeron, los cambios que se introdujeron y los costos que ocasionaron.
El Cuaderno o bitácora de trabajo es un cuaderno en el cual estudiantes, diseñadores y trabajadores de empresas en general, entre otros, desarrollan su trabajo, anotan cualquier información que consideren que puede resultar útil para su trabajo. Esto no se aplica solamente a asuntos laborales.


1. Bitácora De Mantenimiento Preventivo Y Correctivo De Equipos De Laboratorio

Este registro deberá contener toda la información del bien, al que se esté registrando, además debe tener las actividades efectuada por técnicos especializados que tiene por objetivo, prevenir el desgaste prematuro de piezas vitales de funciones críticas en el proceso de trabajo, pronostica probables daños o determina defectos en el funcionamiento, recomendando reparaciones programadas con anticipación a la falla o inmediatas antes de la falla. Utiliza materiales auxiliares de limpieza y lubricación, repuestos menores y herramienta para montaje y desmontaje de partes y las actividades efectuada por técnicos especializados que tiene por objetivo recuperar equipo descompuesto para ponerlo en servicio. Utiliza materiales auxiliares de limpieza y lubricación y repuestos esenciales en el funcionamiento para sustituir los defectuosos.

Programa Anual de Mantenimiento Preventivo y/o Correctivo de Infraestructura

Este registro será llenado por el Jefe de Servicios Administrativos o el Jefe de Servicios Generales, donde exista el puesto o si no en su defecto será el Jefe de Centro o Delegado anualmente y será trasladado para su ejecución a donde corresponda.

Programa Anual de Mantenimiento Preventivo y/o Correctivo de Maquinaria y Equipo.
Este registro será llenado por el instructor o responsable del bien con la supervisión del Jefe Técnico Pedagógico, Jefe de taller donde haya o el jefe de Centro o Delegado Departamental, a manera de tomar las previsiones si hay necesidad de registrar las actividades en la Programación Operativa de la Unidad y permanecerá copia en poder de los mismos para la supervisión necesaria.
En actividad realizada se registran los trabajos que se realicen por mantenimiento preventivo y / o correctivo, si se trata de mantenimiento correctivo, éste debe estar respaldado con su respectivo registro.

Reporte de Daños o Fallas en Maquinaria, Equipo e infraestructura
Este registro deberá de ser llenado por el usuario y funcionará como un reporte y solicitud de la realización de cualquier trabajo de reparación o mantenimiento correctivo que se realice a cualquier maquinaria, equipo por cualquier caso.

2. Bitácora De Control De Calidad De Reactivos
Este registro deberá contener toda la información del bien, al que se esté registrando, además debe tener las
Control de calidad de los medios de cultivo.
Control de calidad de reactivos.
Control de calidad de tintes.
Control de calidad de antisueros.
Control de calidad de la prueba de sensibilidad a los antibióticos.
Control de calidad del medio de cultivo.
Control de calidad de los discos de sensibilidad a los antibióticos.
Control de calidad de la lectura e interpretación.


Tarea No. 5
Características morfológicas del paramecium

De tamaño microscópico, este protozoo elipsoidal (con forma de zapatilla), es un habitante común de las aguas dulces. Para el que tenga un pequeño microscopio, puede observar la boca en la zona más ancha. Su membrana está recubierta de cilios que le sirven para desplazarse. Analizando su estructura celular, un poco por encima (no nos interesa demasiado para su cultivo), se pueden ver las vacuolas (alimentarias, contráctiles y excretoras), el núcleo, el campo bucal, el embudo bucal y la propia boca celular, y los pequeño cilios. Esto es todo lo que podremos observar. Para apreciar más sería necesario un microscopio electrónico. El paramecio habita principalmente las aguas estancadas o semiestancadas. Lo más fácil para nosotros es buscar alguna charca de este tipo, y mejor todavía si lo recolectamos de alguna charca que sirva de abrevadero de animales, como vacas, ovejas, etc. Basta con recoger agua situada alrededor de cualquier materia en descomposición tanto de origen animal como vegetal. Zonas de la charca con detritus o similar, y se echa en un frasco. Si no podemos recolectarlos del medio natural podemos originar su cultivo a base de hojas de lechuga, paja seca, y mondas de plátano, dentro de un frasco con algo de agua (es un poco asqueroso, pero es pasajero hasta que se consigue esta cepa inicial). El proceso es mucho más lento, pero ya se obtienen animalillos en una semana más o menos. Se sacan del frasco (este no es ya necesario y se tira) y se pasan al acuario de cultivo.
Esto es posible porque cuando las condiciones del medio son adversas, como en los meses estivales cuando se empiezan a secar las charcas. El paramecio comienza a rodearse de una capa protectora contra la desecación, formando quistes que le mantienen casi durante tiempo indefinido en estado de letargo, hasta que mejoran las condiciones del medio. El endosimbionte kappa contiene DNA y puede sufrir mutaciones, incluida las de resistencia a antibióticos. Su reproducción es dependiente de la presencia en el núcleo del hospedador de un gel determinado, denominado gen K. Paramecium Aurelia es un organismo diploide. El gen K puede mutar al aleo recesivo K y, por lo tanto, la célula puede tener el genotipo KK, Kk o kk. Cuando un cruzamiento entre dos Kk asesinas, produce un segregarte kk, kappa ya no puede seguir reproduciéndose y se incluye durante las siguientes divisiones de la célula kk hospedadora. Finalmente, la célula kk da lugar a un clon de paramecios sensibles.

Características coloniales del paramecium

Paramecium es mucho más que un simple ciliado de agua dulce, debido a sus propiedades particulares se ha estudiado muy a fondo, incluso en la rama de la Psicología donde se estudian las propiedades inversivas mediante estimulación eléctrica, resultados que podrían servir incluso para estudiar los efectos en el hombre. Se tiene evidencia de que el choque de ánodos es inversivo para la estimulación eléctrica DC en paramecium mientras que la estimulación eléctrica DC de un cátodo puede tener propiedades de atracción si la intensidad del choque es muy baja (1). Entonces, vale la pena conocer lo mejor posible tanto la morfología como la fisiología de Paramecium. Como ya sabemos, las redes cito esqueléticas corticales atraviesan toda la célula, modelan y sostienen la forma del organismo; el enredado infra ciliar (ICL) de Paramecium desarrolla 2 tipos de organización, su patrón global es moldeado por el patrón del cuerpo basal y sus micro filamentos en mallas muestran variabilidad (2). Los constituyentes del ICL son codificados por familias multiétnicas y producidos para coensamblar. Los efectos del gen silencian sobre la morfogénesis de los tracecitos resultan de cambios cualitativos en vez de cambios cuantitativos en las TMPs disponibles para el ensamblaje. En las estructuras celulares construidas a partir de los productos de los genes silencian se crean fenotipos mutantes mediante la inyección de secuencias de codificación que dañan las copias de genes endógenos (3). Como podemos ver, el genoma determina la conformación del complejo. Los ciliados presentan dualismo nuclear; micro núcleo y macro núcleo cuyo desarrollo incluye arreglos del genoma, la eliminación de una de sus partes puede ser característico de los ciliados, por tanto, el electro cariotipo es muy útil para estudiar genética molecular y rastrear nuevos arreglos del genoma (4) ; mientras que el gen silencian, el microscopio electrónico y los análisis de inmunolocalizacion revelan una participación ubicua de PtNSF en el trafico por vesículas que ocurren en Paramecium, como buscar SNAREs , otros patrones de NSF y los mecanismos de SNAREs (5).

Características morfológicas de escherichia coli

Morfología y cultivo: Escherichia coli pertenece a las entero bacterias, una familia de bacterias compuesta por numerosas especies de bacterias gramnegativas. Morfológicamente, las colibacterias son bacilos rectos generalmente flagelados periticos y, por tanto, móviles. Pueden multiplicarse tanto en condiciones aerobias como anaerobias y son fácilmente cultivables en medios nutritivos sencillos. Catabolizan glucosa, lactosa y otros azúcares, mientras que no pueden utilizar urea ni citratos. No se forma hidrógeno sulfúrico. El rango de crecimiento se sitúa entre 4 y 46ºC. Al igual que las restantes enterobacterias, las colibacterias son resistentes a las sustancias tensioactivas. La compleja estructura antigénica se basa en antígenos O-, K- y H-. Los antígenos O son lipopolisacáridos (LPS), componentes estructurales de la membrana externa. Una estructura química diferente de LPS corresponde a una distinta especificidad serológica. Las cepas de bacterias que poseen el antígeno O forman colonias brillantes sobre medios de cultivo sólidos, por lo que se denominan formas S (ingle. smooth). Los antígenos K son componentes capsulares. Sin embargo, no todas las cepas llevan antígenos K. Las cepas de esta estructura antigénica suelen ser más bien tóxicas y resistentes a la fagocitosis. Las colonias de las cepas bacterianas con mucha sustancia capsular tienen un aspecto mucoso. Las proteínas de los flagelos constituyen antígenos H.

Características coloniales de eschechiria coli

E. coli enteropatogénica (ECEP) Escherichia coli enteropatógena (ECEP) es el agente causal predominante de diarrea en niños que viven en países en vía de desarrollo (Nataro y Kaper, 1998). EPEC interacciona con las células epiteliales produciendo una lesión histopatológica característica conocida como “adherencia / destrucción” o lesión A/E (attaching and effacing) (Kaper, 1998). En la producción de la lesión A/E por EPEC, se observan cambios importantes en el citoesqueleto de la célula hospedera, los cuales incluyen a la acumulación de actina polimerizada formando una estructura parecida a una copa o pedestal (Knutton y cols., 1989; Donnenberg y cols., 1997). E. coli enterotoxigénica (ECET) Se parece mucho a V. cholerae, se adhiere a la mucosa del intestino delgado, no la invade, y elabora toxinas que producen diarrea. No hay cambios histológicos en las células de la mucosa y muy poca inflamación. Produce diarrea no sanguinolenta en niños y adultos, sobre todo en países en vías de desarrollo, aunque los desarrollados también se ven afectados. E. coli enteroinvasiva (ECEI) Es inmóvil, no fermenta la lactosa. Invade el epitelio intestinal causando diarrea sanguinolenta en niños y adultos. Libera el calcio en grandes cantidades impidiendo la solidificación ósea, produciendo artritis y en algunos casos arterioesclerosis. E. coli enterohemorrágica o verotoxigénica (ECEH) Produce verotoxinas que actúan en el colon. Sus síntomas son: primero colitis hemorrágica, luego síndrome hemolítico ureico (lo anterior más infección del riñón, posible entrada en coma y muerte), y por último, púrpura trombocitopénica trombótica (lo de antes más infección del sistema nervioso central). Esta cepa no fermenta sorbitol y posee un fago, donde se encuentran codificadas las verotoxinas, también llamadas "Toxinas Shiga", no posee fimbria formadora de mechones, en vez de esto posee una fimbria polar larga que usa para adherencia. E. coli enteroagregativa (ECEALos estudios realizados sobre la capacidad adherente de la E. coli a células heterohaploides (HEp-2) muestran que, además de la adherencia localizada, existen otros 2 mecanismos: uno llamado difuso, que se produce cuando las bacterias se unen al citoplasma celular, y otro agregativo, que se forma cuando las bacterias se acumulan en forma de empalizada tanto en la superficie celular como en el vidrio de la preparación.130-132La capacidad de las cepas de E. coli enteroagregativa (ECEAgg) para sobrevivir largo tiempo en el intestino humano y la producción de una o más de las toxinas descritas, pudiera explicar la persistencia de las diarreas por ellas producidas. Se han aislado cepas de ECEAgg en niños con diarrea con sangre, 135,136 aunque en la actualidad se desconoce si existen diferentes cepas agregativas relacionadas con diarreas persistentes u otras en relación con diarrea con sangre... E. coli Adherencia difusa (ECAD) Se adhiere a la totalidad de la superficie de las células epiteliales y habitualmente causa enfermedad en niños inmunológicamente no desarrollados o malnutridos. No se ha demostrado que pueda causar diarrea en niños mayores de un año de edad ni en adultos. Escherichia coli se movilizan con flagelos (estructuras largas y delgadas) que rotan en contra del sentido de las manecillas del reloj, provocando que la bacteria se mueva a favor de las manecillas del reloj.

Características morfológicas de la salmonella

La salmonelosis se define como una infección zoofórica puesto que la fuente principal de la enfermedad humana la constituyen los animales infectados. La transmisión tiene lugar por vía fecal – oral por medio de la cual el contenido intestinal de un animal infectado es ingerido con un alimento o con el agua. Los factores que cooperan en los brotes son principalmente el tiempo de uso incorrecto de la temperatura y un tratamiento térmico insuficiente. La contaminación puede ser cruzada por contacto directo o cruzada por contacto indirecto de los materiales y utensilios de cocina. El mayor predominio de Salmonella está en las carnes, estando las canales contaminadas especialmente la carne de ave: pollo 35%, pavo 45%, vacuno y cerdo 1-5 % según condiciones de los mataderos. También en alimentos desecados (el coco rallado para repostería) y productos sin pasteurizar como huevo en polvo, huevo líquido y leche y sobre todo en la cáscara de los huevos frescos de aves de corral ya que contienen heces o materia fecal de la cloaca de la gallina. Los piensos compuestos también se suelen encontrar contaminados siendo éstos el origen de la infección de los animales sobre todo en harinas de carne y huesos de baja calidad. El pescado, productos derivados y el marisco sólo están relacionados con la salmonelosis accidentalmente, aunque la harina de pescado que se utiliza en la fabricación de piensos para los animales con frecuencia tiene Salmonella como consecuencia de su contaminación por roedores y aves. El marisco que se alimenta por filtración y que es capturado en aguas cercanas a la costa, contaminadas muchas veces, y los camarones recocidos congelados, han sido identificados como los productos de mayor riesgo dentro de este grupo. Los productos vegetales como por ejemplo las hortalizas que se utilizan para preparar ensaladas, han sido relacionados con brotes accidentales de fiebre tifoidea y salmonelosis, debido a la utilización de agua de riego contaminada o de deyecciones humanas y de estiércol de los animales como abono.

Características coloniales de la salmonella

El género Salmonella se incluye en la familia Enterobacteriaceae, integrada por bacilos Gram negativos anaerobios facultativos. Poseen, por lo tanto, las características generales de las enteras bacterias: son fermentadores de la glucosa, catalasa positiva, oxidasas negativo y suelen ser móviles; representa una excepción Salmonella Gallinarum, siempre inmóvil. La nomenclatura de Salmonella es compleja. Se han usado diferentes sistemas para referir a este género. Teniendo en cuenta que estas bacterias Tienen una muy importante homología general de su ADN, deberían ser caracterizadas como dos únicas especies. (1)(2) Esta propuesta, formulada por Le Minor y Popoff en la década de los ochenta, no ha sido completamente aceptada. No obstante, y teniendo en cuenta la necesidad de uniformizar la comunicación entre los distintos actores (médicos, veterinarios, químicos, etc.), la mayoría ha optado por seguir una antigua propuesta de Kaufmann, con las más recientes modificaciones (formuladas desde el Centro de Referencia colaborador de la OMS, en el Instituto Pasteur); así, se divide el género en dos especies: Salmonella entérica y Salmonella bongori, diferenciables entre sí por características metabólicas tales como la hidrólisis del ONPG, el crecimiento en presencia de KCN y otras.
Salmonella entérica se subdivide, a su vez, en seis subespecies: entérica
(I), salamae (II), arizonae (IIIa), diarizonae (IIIb), houenae (IV), e indica (VI) que corresponden a los antiguos subgéneros. Estas subespecies son diferenciables bioquímicamente. (3) (4) Como todas las entero bacterias, el género Salmonella tiene tres tipos de antígenos: somático (O), flagelar (H) y de envoltura, para Salmonella (Vi). Los antígenos somáticos son termoestables y su especificidad radica en el componente polisacárido de la endotoxina, complejo proteína- lipopolisacárido. Los antígenos O se clasifican en mayores y menores; los mayores son los que definen un grupo antigénico. Así, el factor antigénico 0:4 caracteriza el antiguo grupo B, hoy llamado O: 4, mientras que los antígenos menores tienen menor valor discriminativo. Por ejemplo, el antígeno O: 12 lo presenta toda Salmonella perteneciente a los grupos A, B y D. Pueden encontrarse otros antígenos menores generados por modificaciones químicas o por conversiones fáticas.

Características morfológicas de la brúcela aportus

Brucelosis, enfermedad causada por la bacteria intracelular facultativa Brucella abortus, es una zoonosis ampliamente distribuida a nivel mundial que afecta principalmente al ganado bovino, causando esterilidad en machos y abortos en hembras en gestación. La resistencia depende del desarrollo de una inmunidad mediada por células, con la participación de células T CD4+ de tipo Th1, que secreten interferón gama (-INF), citosina que estimula la actividad bactericida por macrófagos y la actividad citotóxica de linfocitos T CD8+, que son capaces de matar células infectadas con Brucella. Brucella posee como componentes antigénicos importantes el lipopolisacárido (LPS) y las proteínas, entre las que se destaca por su demostrada capacidad inmune la su peróxido dismutasa (SOD). La prevención de la diseminación de la brucelosis se fundamenta en el desarrollo de vacunas eficientes contra B. abortus, utilizándose cepas atenuadas de Brúcela abortus como la cepa 19, cepa 45/20 y la cepa RB51; vacunas su celulares en base a antígenos que forman parte de la estructura de la bacteria y vacunas basadas en moléculas de ácidos nucleídos, como las vacunas ADN y las vacunas ARN. En la presente revisión se pretende dar una visión actualizada sobre la brucelosis, su patogenia y cuadro clínico. Se hace un análisis de las características genéticas, antigénicas e inmunológicas de Brúcela. Luego, una exposición de las vacunas actualmente en uso para su prevención y los estudios con vacunas subcelulares para finalizar con las nuevas tendencias en la generación de vacunas, como las vacunas ADN y ARN para Brúcela.

Características coloniales de la brúcela aportus

Las micobacterias son bacilos de crecimiento lento, aerobios, inmóviles, no forman endospermos y son característicamente ácido-alcohol resistente, encuadradas dentro de un único género (Mycobacterium) y distribuidas en casi un centenar de especies. Esta última propiedad implica que tras la tinción, resisten la decoloración con alcohol acidificado, así como con ácidos minerales fuertes. El grado de de ácido-alcohol resistencia, que no es patrimonio exclusivo de las micobacterias, varía según la técnica y las condiciones de cultivo, pero todas las mico bacterias son ácido-alcohol resistentes en algún estadio de su crecimiento. Esta propiedad se debe a la elevada concentración de lípidos en su pared celular, entre los que se incluyen los característicos ácidos micólicos, que confieren una extraordinaria hidrofobicidad a estas bacterias. El género Mycobacterium incluye bacilos rectos o ligeramente curvados, que algunas veces forman ramificaciones, filamentos, o un crecimiento semejante a micelios fáciles de fragmentar en elementos bacilares o cocoides. Filogenéticamente son bacterias Gram positivas, aunque debido a las características de su pared no se tiñen perfectamente con esta técnica. La clasificación actual de estas bacterias se basa en las características patogénicas y del cuadro clínico que producen, así como en las relaciones genéticas entre las mico bacterias, asociándolas en grupos y complejos:
Las brúcelas son bacterias Gram negativas con morfología cocobacilar, inmóviles, no espatuladas y parásitos intracelulares facultativos. El género Brucella comprende, 6 especies, clasificación que está basada en las diferencias en patogenicidad y preferencias por hospedador: B. melitensis (agente principal de la brucelosis ovina y caprina), B. abortus (responsable de la brucelosis bovina), B. suis (agente etiológico de la brucelosis porcina), B. ovis, B. neotomae y B.canis, describiéndose en algunas, varias biovariedades o biotipos (B. melitensis: 3; B. abortus: 9; B. suis: 5).

Las características morfológicas de Proteus

Morfología La estructura antigénica está compuesta por antígeno somático O, flagelar H y superficial K. El antígeno flagelar H contribuye a la capacidad invasora de las vías urinarias. La variante X del antígeno somático O está presente en algunas cepas de P. mirabilis. Otros grupos antigénicos definidos son el OX2, OX19 y OXK.[4] El grupo OX19 (y a veces el grupo OX2) da reacciones cruzadas (aglutinación) en pacientes con Rickettsia prowazekii y ésa es la base de la prueba de Weil Félix.[5]

Características coloniales del proteus

Patogenia Hay tres especies que causan infecciones oportunistas en el hombre: P. vulgaris, P. mirabilis, y P. penneri. Causan infecciones urinarias (más del 10% de complicaciones del tracto urinario incluyendo cálculos y lesiones celulares del epitelio renal), enteritis (especialmente en niños), abscesos hepáticos, meningitis, otitis media y neumonía con o sin empiema, entre otros.[4] Es un frecuente invasor secundario de quemaduras y heridas, así como infecciones nosocomiales. Todas las especies de Proteus son resistentes a la ampicilina. P. mirabilis es sensible a la penicilina.

fichas toxomicas

Paramecio

Reino: Protista
Filo: Ciliophora
Clase: Oligohymenophorea
Orden: Peniculida
Familia: Parameciidae
Género: Paramecium
Müller, 1773

escherichie coli

Reino: Bacteria
Filo: Proteobacteria
Clase: Gamma Proteobacteria
Orden: Enterobacteriales
Familia: Enterobacteriaceae
Género: Escherichia
Especie: E. coli
Nombre binomial
Escherichia coli
Migula, 1895

salmonella

Reino: Bacteria
Filo: Proteobacteria
Clase:Gamma Proteobacteria
Orden: Enterobacteriales
Familia: Enterobacteriaceae
Género: Salmonella
Especie: S. enterica
Nombre binomial
Salmonella enterica
(ex Kauffmann & Edwards 1952)
Le Minor & Popoff 1987

Brucella

Domini;abortus Bacteria
Filo: Proteobacteria
Clase: Proteobacteria alfa
Orden: Rhizobiales
Familia: Brucellaceae
Género: Brucella
Especies
B. abortus


proteus
Dominio:Bacteria
Filo: Proteobacteria
Clase: Gamma Proteobacteria
Orden: Enterobacteriales
Familia: Enterobacteriaceae
Género: Proteus
Hauser 1885
Species
P. mirabilis


PRACTICAS TERCER PARCIAL


PRACTICA N. 1
TAPA ANALITICA

1 Objetivo realizado con el alumno
Mi objetivo fue realizar un medio de cultivo de asar con erosiona y azul de metileno que actualmente nos salió algo mal pero ya obtenida la mezcla pudimos haber terminado poniéndola él a las cajas petric.



2 Introducción
La mesa 3 como dije en el objetivo fue en hacer el medio de cultivo de asar con erosiona y azul de metileno tardamos mucho en ase la regla de 3 ya que ahí fue donde perdimos mucho tiempo con nuestra practica no tan bien para un punto pero lo terminamos pero al final de todo terminamos aunque tuvimos muchos errores lo terminamos y aunque el maestro se enojo mucho con nuestra mesa el propósito fue terminarlo.




Materiales

Materiales para medio de cultivo
Cristalería
Matraz elenmeyer de 250 ml.
Baso precipitado de 250 ml.
Probeta graduada de 100 ml.
Baso precipitado de 50 ml.
Vidrio de reloj
Varilla de cristal o agitador
Espátula
En pesos y medidas balanza gran ataría
Materiales de apoyo utilizando técnica de Fisher
Columnas de algodón secas
Papel secante de color café
Cinta masquintec color café
En reactivos medio de cultivo


Instrucciones
INSTRUCCIONES: Llegar puntualmente al laboratorio
Disponer de equipo de bioseguridad para realizar trabajo de laboratorio vestidos en 5
Solicitar vale para materiales de laboratorio y vestir mesa de laboratorio con papel blanco para obtener un campo estéril.
Un alumno de los que están adentro del laboratorio de los que realice la practica debe de anotar en el pizarrón los materiales que se utilizaran.
Indicaciones para el desarrollo de medio de cultivo utilizando el vidrio de reloj realizando regla de tres.
Solicitar agua destilada dependiendo la cantidad de producto que vallamos a ocupar en cajas potril de 7 cajas potril por mesas.
Una vez pesado el polvo del medio de cultivo se mezclan en el contenido de agua que se tiene en el vaso precipitado de agua que se tiene en el vaso precipitado para poder mezclar y que no quede grumos se utiliza la varilla de cristal para agitar con forme en las metesillas de reloj hasta que se disuelva el polvo en el agua.
Una vez que ya tenemos la mezcla hecha dejamos reposar el producto de acuerdo a las indicaciones que contiene el depósito del medio re cultivo.

NOTA: las indicaciones de medio de cultivo que contiene la etiqueta del depósito se debe de transcribir para conocer mejor los datos.
Se le da el nombre de re hidratar al polvo con el agua y observaciones dadas se tomara el porcentaje requerido de polvo para la mezcla para el agua que solicite de acuerdo a las cajas potril que se vallan a preparar.
Después del repaso o del producto se le da movimientos en rotación a juego de muñeca exponiéndolo al fuego del mechero estos movimientos de exposición donan como resultado a la ebullición (hervor) (hirviendo) y se le dará desde el momento que inicie la ebullición 1mn de tiempo para que quede listo nuestro medio de cultivo en forma líquida.
Se debe tener cuidado con la ebullición del producto en el matraz elenmeyer ya que este puede rebasar sus límites y ocasionar un accidente por quemaduras.
Una vez terminado el proceso de ebullición del medio de cultivo se deja secar se tampone a con torundas de algodón se cubre con cinta maitesqueitape se etiqueta con registros de medio de cultivo, fecha y numero de mesa y hora.
Todos los integrantes correrán y se pondrán de acuerdo para el proceso de esterilización y se depositaran en la autoclave; que ya brevemente la avían preparado.
Técnica de esterilización en autoclave ( por calor húmedo) se esterilizara el producto a 15 libras de presión y una temporada de 120 grados centígrados durante 20 ml.
Una vez terminada la destilación se deja enfriar el producto, se deja liberar de la autoclave se entrega a las mesas se lleva el vaciado a las cajas petris.
Para el vaciado en cajas potril se requiere de un campo de esterilización en la mesa con 2 mecheros para que la siembra este adentro del campo de esterilización.
Se utiliza el vaso precipitado de 50 ml de cual se pasara de forma breve en referencia de la boquilla para que este estelarizado se le vierte al producto la cantidad requerida y se vacía en la caja potril dejándola abierta con su tapa sobre encimada hasta que enfrié etc. Se hará todas las veces necesarias llenando de cajas.
Ya estándose solo el medio de cultivo se tapa se Enriqueta y se deposita en el enfriador.

Desarrollo
En la práctica de medio de cultivo para balancear el medio de cultivo tuvimos que hacerla regla de 3 que nos salió así: 1000ml x 36gr % 7 cajas de pretric = 19.4
Para saber cuántos milímetros debemos poner en el matraz hicimos otra operación de regla de 3 así: 19.4 x 7 cajas petric + 36gr = 140 ml. luego pesamos el vidrio de reloj en la balanza gran ataría luego lo pesamos de nuevo pero con tal cantidad de medio de cultivo.

Ya obtenidas las medidas del medio de cultivo colocamos una gran porcentaje en el matraz y mas el agua lo revolvemos con un agitador para que no quede coágulos en el matraz.
Ya bien mesclada lo ponemos en los mecheros dándole vueltas como manecilla d reloj..
video
Luego lo Cubrimos con algodón y con tape lo colocamos en el autoclave y dura hay 15 minutos

Luego dejando enfriar el medio de cultivo esterilizamos el vaso precipitado solo la boquilla luego nos dieron las 7 cajas petric indicándonos que ya que se enfriara el medio de cultivo lo teníamos que colocar hay pero estando cerca de los mecheros para eterizando para que no se contaminen

Conclucion
Llegue a la conclusión de que al hacer los medio de cultivos ocupamos estar cerca de mecheros para que no se contaminen y se esterilizan también si no tenemos cuidado se nos puede tirar el medio de cultivo.



Practica 3
SIEMBRAS

1Objetivo
Mi objetivo es ya con el medio de cultivo de nuestra mesa ahora es hacer un tipo de siembra con las muestra y esperar que alguna bacteria crezcas


2Introduccion
Lo que haremos en esta práctica es utilizar el asa desinfectarla o esterilizarla con el fuego de los mecheros luego hacer una siembra con una de las muestras en el medio de cultivo de la caja petric luego lo cerramos y le colocamos los datos dependiendo el paciente y el tipo de siembra. Pero espero ver las nuevas bacterias.



Materiales
- Asa bacteriológica
- Vaso de precipitación de 20ml con agua destilada de 15ml.
- Mecheros de bunsen 2
- Cajas pretic con medio de cultivo elaborado
- Papel para cubrir mesa el laboratorio
- Masquen tape para etiquetar cajas petric
- Jeringas desechables de 5 ml
- Torniquete
- Torundas de algodón alcalizados
- Centrifuga
- Tubo cónico para orina con objeto
- Cubre objetos 2 porta objetos 2


Muestras de productos de desechos
Toma de muestra:
1) Sangre fresca de 2.5 ml se deposita el tapón rojo
2) Orina 6 botecitos
3) Muestra de cálida en espacios intervenles con hisopo
4) Saliva
5) Agua preparada en la calle
6) Raspado interdigital con porta objeto

Instrucciones
Se realiza el proceso de siembra por estrías en medio de cultivo que contiene las cajas petric siendo este solido
Se utiliza el asa bacteriológica, pasándola por el mechero y al ponerse en rojo vivo esta queda esterilizada. Una vez esterilizada el asa se toma una pequeña gota esterilizada y se pasa tomar la muestra de desechos se pretende sembrar esto es en los materiales de preferencia sólidos.
Para los materiales líquidos solo se estelarizan se toma el producto y se aplica en la caja petric realizado una siembra de forma de estría de uno de los 7 siembras que vimos anterior mente.
Para poder sembrar una muestra de cavidad oral de espacio interdental se requiere de un hisopo esterilizado, tomando la muestra del paciente y se aplica en la caja petric en forma de estriado.
Dentro de los 7 miembros de siembra anteriormente nombrados, uno de ellos requiere una varilla de cristal para poder siembra el producto al cual se le da el nombre de siembra por dispersión.

NOTA: las cajas petric desembradas, sembradas se debe de depositar en estufa de incubación de 37 grados centígrados

Desarrollo
Se realiza la siembra en el medio de cultivo anteriormente en la caja petric siendo solido. En esta práctica utilizaremos el asa bacteriológica, pasándola por el mechero.


Como a mí me toco el sembrado de kanss en el medio de cultivo de salmonella y shigella de la masa 2 la muestra del la siembra esa suero o plasma de a sangre así k a mi compañera Tania la secaron sangre luego lo metimos en la centrifuga.
Ya obtenida la sangre lo que hice fue escuchar las indicaciones de mi siembra por el maestro luego use el asa la esterilice con el fuego separe el pasma de la sangre en un tubo de ensay ya esterilizada hice mi siembra cerca del fuego de los mecheros para que no se contaminaran luego cerre la caja petric luego le puse tape y los

Conclusión
Pues mi siembra me salió ala perfección pero me da tanta curiosidad de que tipo de bacteria u hongo crezca


Practica 4
Observación Macroscópica De Las Cajas Petric

1Objetivo
Nuestro objetivo fue observar los medios de cultivos y sus siembras para ver si había crecimiento de bacterias.

2 Introducción
Nosotros hacemos esta observación para ver si con el día que lleva el medio de cultivo haiga un crecimiento de la bacteria u hongo pero nuestro medio de cultivo no tenía mucho crecimiento ya que solo tenía un solo dia.




43Materiales:
Solicitar cajas petric ya con medio de cultivo elaborado
Vernier o pie de rey
4 torundas de algodón secas y 4 torundas de algodón alcalizadas
2 mecheros

5 Instrucciones:
1 se deposita las cajas petric en la mesa del laboratorio para su observación brevemente. La mesa debe estar vestid con papel blanco.
2 observamos en forma macroscópica los crecimientos de microorganismos en medio de cultivo anotando colores, olores, dimensión de las más pequeñas a las más grandes para ello necesitamos abrir la caja en nuestro campo de esterilización a base de 2 mecheros.
3 para poder medir las colonias de microorganismos utilizaremos una herramienta de medición conocida vernier, medimos y anotamos con su respectivo grafico.
4 cada grafico debe llevar el pie de grafico o pie de foto donde nos indica la información de lo plasmado.

6 Desarrollo:




PRACTICA N.5
FROTIS
Un frotis de sangre es un proceso científico que consiste en el extendido de una gota de sangre en la superficie de un portaobjetos o de un cubreobjetos, con el fin de analizarla posteriormente.


Es más adecuado emplear sangre que aun no ha estado en contacto con el anticoagulante, pues este podría alterar los resultados (algunos anticoagulantes tienden a deformar las células de la sangre).
Su realización es de vital importancia para obtener una orientación de:
La valoración de la estimulación eritropoyetica.
Las anomalías en la maduración nuclear y citoplásmica de las células hemáticas.
Los trastornos en la arquitectura de las células al formarse en la médula osea.
Las alteraciones singulares en la forma de las células, que son una identificación especifica de algunas enfermedades.
Algún indicador de los efectos nocivos de la quimioterapia y de la radioterapia.
La diferenciación y recuento de los elementos celulares de la sangre.
La fidelidad de la información obtenida de ellos, depende en gran parte de la calidad de las extensiones. Estas no deben ser demasiado gruesas porque las células se amontonarían y no podrían ser reconocidas, ni diferenciarse, ni demasiado delgadas porque las células se deformarían, distorsionarían y destruirían. Por eso los frotis de sangre deben ser bien nivelados y para obtener buenos resultados es necesario que:
Tanto portaobjetos como cubreobjetos deben estar bien limpios y desengrasados (prefentemente nuevos).
La gota de sangre usada para la preparación del frotis no debe ser muy grande ni pequeña, de preferencia del tamaño de la cabeza de un alfiler (entre 2 y 3 mm), obtenida por punción capilar.
La sangre no haya estado en contacto con anticoagulante, pues podría deformarse la morfología celular si pasase esto.
La lectura de las extensiones se hará en las zonas donde los eritrocitos "casi se tocan".






Extensión en el portaobjetos
Para llevar a cabo las extensiones en portaobjeto se coloca una gota de sangre de 3 a 4 mm de diámetro, a unos 2 o 3 cm de uno de los extremos del portaobjetos este se coloca en una superficie plana y lisa. Con el borde de otro portaobjeto, con el que se toca la gota de sangre, la cual se desliza por capilaridad a todo lo largo del canto de dicho portaobjeto y con un movimiento rápido y uniforme, en un ángulo de 45 grados se desliza el portaobjetos dejando una capa de sangre en la superficie del otro. El espesor del extendido debe ser delgado.




PRACTICA N. 6
TINCION DE GRAM

Protocolo

Recoger muestras
Hacer el extendido en espiral
Dejar secar a temperatura ambiente
Fijar la muestra con metanol durante un minuto o al calor (flameado 3 veces aprox.)
Agregar azul violeta (cristal violeta o violeta de genciana) y esperar 1 min. Este tinte (al final del procedimiento) dejará de color morado solo a las bacterias Gram positivas.
Enjuagar con agua.
Agregar lugol y esperar 30 segundos
Enjuagar con agua.
Agregar alcohol acetona y esperar 15 s
Enjuagar con agua.
Agregar safranina y esperar 1 min. Este tinte dejará de color rosado las bacterias Gram negativas.
Enjuagar con agua.
Para observar al microscopio óptico es conveniente hacerlo a 100x con aceite de inmersión
Explicación
El cristal violeta (colorante catiónico) penetra en todas las células bacterianas (tanto Gram positivas como Gram negativas).
El lugol está formado por I2 (yodo) en equilibrio con KI (yoduro de potasio), el cual está presente para solubilizar el yodo. El I2 entra en las células y forma un complejo insoluble en solución acuosa con el cristal violeta.
La mezcla de alcohol-acetona que se agrega, sirve para realizar la decoloración, ya que en la misma es soluble el complejo I2/cristal violeta. Los organismos Gram positivos no se decoloran, mientras que los Gram negativos sí lo hacen.
Para poner de manifiesto las células Gram negativas se utiliza una coloración de contraste. Habitualmente es un colorante de color rojo, como la safranina o la fucsina. Después de la coloración de contraste las células Gram negativas son rojas, mientras que las Gram positivas permanecen azules.
La safranina puede o no utilizarse, no es crucial para la técnica. Sirve para hacer una tinción de contraste que pone de manifiesto las bacterias Gram negativas. Al término del protocolo, las Gram positivas se verán azul-violáceas y las Gram negativas, se verán rosas (si no se hizo la tinción de contraste) o rojas (si se usó, por ejemplo, safranina)
Esta importante coloración diferencial fue descubierta por Hans Christian Gram en 1884. En este método de tinción, la extensión bacteriana se cubre con solución de uno de los colorantes de violeta de metilo, que se deja actuar durante un lapso determinado. Se escurre luego el exceso de violeta de metilo y se añade luego una solución de yodo, que se deja durante el mismo tiempo que la anterior; después se lava el portaobjetos con alcohol hasta que éste no arrastre más colorante. Sigue a tal tratamiento una coloración de contraste, como safranina, fucsina fenicada diluida, pardo Bismarck, pironin B o hasta inclusive verde de malaquita.
Algunos microorganismos retienen el colorante violeta, aún después de tratarlos con un decolorante, y el color no se modifica al añadir éste; otros pierden con facilidad el primer tinte, y toman el segundo.
Los que fijan el violeta, se califican de grampositivos, y los que pierden la primera coloración y retienen la segunda, de gramnegativos. Basándonos pues, en la reacción Gram, podemos clasificar a los microorganismos en uno de los dos grupos.
Los colorantes de p-rosanilina son los que mejores resultados dan en la coloración Gram. Los representantes más usados de este grupo son violeta de metilo y violeta cristal o de genciana. En realidad, violeta de metilo es el nombre atribuido al compuesto tetrametil-p-rosanilina.
El matiz de color de la p-rosanilina se intensifica al aumentar el número de grupos metilo en la molécula; por consiguiente, de los tres grupos, el tono más oscuro es la hexametil-p-rosanilina (violeta cristal), y el tinte más ligero, la tetrametil-p-rosanilina (violeta de metilo). Los nombres violeta de metilo 3R, 2R, R, B, 2B, 3B, etc., se refieren al número de grupos metilo contenido. La letra R indica matices rojos, y la letra B, tonos azules. El violeta de cristal contiene seis grupos metilo, y se considera como el mejor colorante primario para teñir por el método de Gram.
La facultad de las células para tomar la coloración Gram no es propia de toda sustancia viviente, sino que se limita casi en absoluto a hongos y bacterias. Así vemos que las células de plantas y animales superiores no conservan la primera coloración; los mohos se tiñen con cierta irregularidad; los gránulos de micelios propenden retener el colorante. La reacción de Gram no es infalible ni constante; puede variar con el tiempo del cultivo y el pH del medio, y quizá por otras causas.


TINCION DE COLORACION DE GRAM

Fijar un frotis
Con la ayuda de un mechero, flamear un asa bacteriológica y esperar que enfríe un poco.
Tomar el asa (previamente flameada) y con ésta tomar un poco de muestra.
Una vez obtenida una pequeña cantidad de la muestra (con el asa), hacer que ésta tenga contacto con una lámina portaobjetos, la cual servirá para depositar la muestra contenida en el asa.
Con el asa (conteniendo la muestra) sobre la lámina portaobjetos, proceder a realizar la extensión de la muestra en el portaobjetos mediante movimientos giratorios (dar vueltas con el asa) sobre la lámina, de tal forma que al terminar la extensión, tengamos como producto una espiral en la parte media de la lámina.
Esperar que seque al aire libre o ayudarse con la llama de un mechero para fijar la muestra, teniendo en cuenta que el calor no debe ser directo (sólo se pasa por la llama), puesto que el calor excesivo puede cambiar la morfología celular de las bacterias a observar. El calor deseable es aquél en el que el portaobjetos sea apenas demasiado caliente para ser colocado sobre el dorso de la mano.
Tinción
Con violeta cristal o violeta de genciana, utilizando una cantidad suficiente de dicho colorante sobre la muestra, como para lograr cubrirla por completo. Se deja actuar al colorante por 1 minuto. Esta tinción de 1 minuto está dada para trabajar a una temperatura ambiente de 25 ºC.
Enjuague
Al transcurrir el minuto, se debe enjuagar la lámina conteniendo la muestra con agua corriente. Para realizar el lavado, se debe tener en cuenta que el chorro de agua NO debe caer directamente sobre la muestra, ésta debe caer sobre la parte superior de la lámina que no contiene muestra. El chorro debe ser un chorro delgado, aproximadamente de medio a un centímetro de espesor. También el enjuague se debe realizar poniendo la lámina en posición inclinada hacia abajo...
Mordiente
Una vez enjuagado el portaobjetos, se aplica como mordiente yodo o lugol durante 1 minuto más.
El mordiente es cualquier sustancia que forme compuestos insolubles con colorantes y determine su fijación a las bacterias
Decoloración
Pasado el minuto de haber actuado el mordiente, el frotis se decolora con etanol al 75 %, etanol al 95 %, acetona o alcohol-acetona, hasta que ya no escurra más líquido azul. Para esto se utiliza el gotero del frasco del decolorante. Se van añadiendo cantidades suficientes del decolorante, hasta lograr que éste salga totalmente transparente, es decir, hasta que ya no escurra más líquido azul
Lavado y secado
Lavar con agua para quitar los residuos de decolorante y esperar que seque la lámina al aire libre o con la ayuda de la llama de un mechero de la forma anteriormente descrita.
Tinción de contraste
Una vez que la lámina ya secó, procedemos a teñir nuevamente, pero esta vez se va a utilizar un colorante de contraste como por ejemplo la safranina, dejar actuar durante 1 minuto.
Nuevo enjuague
Pasado el minuto correspondiente, se procede a enjuagar la lámina con agua, se escurre el agua sobrante y se seca en la forma anteriormente descrita.
De esta manera, ya tendremos listo el frotis para su respectiva observación microscópica.
Bacterias resistentes a la tinción Gram
La siguientes bacterias de naturaleza grampositiva, tiñen como gramnegativas:
Mycobacterias (están encapsuladas)
Mycoplasmas (no tienen pared)
Formas L (pérdida ocasional de la pared)
Protoplastos y esferoplastos (eliminación total y parcial de la pared, respectivamente)
Utilidades
En el análisis de muestras clínicas suele ser un estudio fundamental por cumplir varias funciones:
Identificación preliminar de la bacteria causal de la infección.
Utilidad como control calidad del aislamiento bacteriano. Los morfotipos bacterianos identificados en la tinción de Gram se deben de corresponder con aislamientos bacterianos realizados en los cultivos. Si se observan mayor número de formas bacterianas que las aisladas hay que reconsiderar los medios de cultivos empleados así como la atmósfera de incubación.
A partir de la tinción de Gram pueden distinguirse varios morfotipos distintos: Los cocos son de forma esférica. Pueden aparecer aislados después de la división celular (Micrococos), aparecer por pares (Diplococos), formar cadenas (Estreptococos), o agruparse de manera irregular (Estafilococos).
Los bacilos poseen forma alargada. En general suelen agruparse en forma de cadena (Estreptobacilos) o en empalizada.
También pueden distinguirse los espirales, que se clasifican en espirilos si son de forma rígida o espiroquetas si son blandas y onduladas. Si por el contrario, poseen forma de "coma", o curvados, entonces se los designa vibriones.
Fundamentos de diferenciación de Gram positivo y Gram negativo
Los fundamentos de la técnica se basan en las diferencias entre las paredes celulares de las bacterias Gram positivas y Gram negativas
La pared celular de las bacterias Gram positivas posee una gruesa capa de peptidoglucano, además de dos clases de ácidos teicoicos: Anclado en la cara interna de la pared celular y unido a la membrana plasmática, se encuentra el ácido lipoteicoico, y más en la superficie, el ácido teicoico que está anclado solamente en el peptidoglucano (también conocido como mureína)
Por el contrario, la capa de peptidoglucano de las Gram negativas es delgada, y se encuentra unida a una segunda membrana plasmática exterior (de composición distinta a la interna) por medio de lipoproteínas. Tiene una capa delgada de peptidoglicano unida a una membrana exterior por lipoproteínas. La membrana exterior está hecha de proteína, fosfolípido y lipopolisacárido.
Por lo tanto, ambos tipos de bacterias se tiñen diferencialmente debido a estas diferencias constitutivas de su pared. La clave es el peptidoglicano, ya que es el material que confiere su rigidez a la pared celular bacteriana, y las Gram positivas lo poseen en mucha mayor proporción que las Gram negativas.
La diferencia que se observa en la resistencia a la decoloración, se debe a que la membrana externa de las Gram negativas es soluble en solventes orgánicos, como por ejemplo la mezcla de alcohol/acetona. La capa de peptidoglucano que posee es demasiado delgada como para poder retener el complejo de cristal violeta/yodo que se formó previamente, y por lo tanto este complejo se escapa, perdiéndose la coloración azul-violácea. Pero por el contrario, las Gram positivas, al poseer una pared celular más resistente y con mayor proporción de peptidoglicanos, no son susceptibles a la acción del solvente orgánico, sino que este actúa deshidratando los poros cerrándolos, lo que impide que pueda escaparse el complejo cristal violeta/yodo, y manteniendo la coloración azul-violácea.
Causas que alteran la tinción de Gram
I: Edad de la bacteria.



VENO PUNCION> TAREA

¿QUE ES LA VENOPUNCION?
Es el proceso que se hace en la vena para extraer sangre o inyectar algo. Es la recolección de una muestra de sangre de una vena, usualmente para pruebas de laboratorio. Nombre alternativos. Extracción de sangre; flebotomía
TÉCNICAS DE VENOPUNCION:
Coloque el torniquete de goma algunos centímetros por encima del lugar de la punción. Pida al paciente que apriete el puño lo que hará ingurgitar las venas
Se escoge una vena apropiada para la punción. Con el dedo índice de la mano izquierda, se palpa el brazo hasta encontrar la mejor vena. Se limpia la zona de punción. Con alcohol al 70 % no se debe volver a tocar dicha zona. La aguja debe apuntar en la misma dirección que la vena.
La sangre comenzara a penetrar en la jeringa. Tan pronto la aguja entre en la vena se afloja el torniquete y se retira la aguja.
Se coloca una torunda de algodón sobre el sitio
Se coloca una torunda de algodón sobre el sitio de la punción y se comprime con los dedos de la otra mano o se flexiona el codo
La sangre se vacía lentamente por las paredes de los tubos con el objeto de evitar hemólisis.
Se retira la aguja de la jeringa y se pasa a la sangre al tubo correspondiente con o sin anticoagulante.
RESUMEN
• Comunicación profesional - paciente
• Reconocimiento de la vena modelo mediante palpación
• Inserción de una aguja
• Introducción de una cánula
• Cuando se conecta a un reservorio con sangre artificial:
Tomas de sangre
Uso de un Vacutainer o producto similar
PRECAUCIONES QUE SE DEBE OBSERVAR EN LA VENOPUNCION:

Es preferible que el paciente no observe la extracción.
El operador debe inspirar confianza durante la extracción.
Debe utilizarse un aguja lo suficiente gruesa para obtener sangre fácilmente la cantidad necesaria de sangre.
Debe utilizarse venas que se vean o palpen con facilidad.
El antebrazo deberá apoyarlo en una superficie fija.
Al realizar la punción venosa, el vise deberá estar hacia arriba.
COMPLICACIONES QUE SE PUEDEN PRESENTAR EN LA VENOPUNCION:
Algunas veces se produce sincope (Pérdida repentina del conocimiento y de la sensibilidad, debida a la suspensión súbita y momentánea de la acción del corazón). Que en general se presenta en algunas personas emotivas. Si el paciente se mantiene en occisión supina (acostado), la recuperación espontánea es rápida. En algunos pacientes con tendencia a las hemorragias, puede producirse una estribación local se la sangre. Aplicando una presión adecuada (torunda) sobre el lugar de punción se evita la formación de hematomas. Después de una serie de punciones venosas repetidas puede producirse trombosis (Formación de un trombo en el interior de un vaso sanguíneo). O flebitis (inflamación de las venas).
La aguja usada debe desecharse en un recipiente adecuado.

CUÁLES SON LOS RIESGOS:
Los riesgos relacionados con la punción venosa son leves:
Sangrado excesivo
Desmayo o sensación de mareo
Hematoma (acumulación de sangre debajo de la piel)
Infección (un riesgo leve en cualquier momento que se presente ruptura de la piel)
Punciones múltiples para localizar las venas

Elección y preparación del material adecuado para la realización de la técnica
Colocar el compresor para favorecer el relleno de las venas del brazo

Elección de la zona de punción y limpieza de la misma

Fijar la vena para evitar movimiento de la zona y tomar referencia del lugar de punción

Se realiza la ven punción, y en el momento que se visualiza el reservorio del fiador lleno de sangre, se va retirando el mismo hasta dejar únicamente el catéter dentro de la vena

PRACTICA N. 8Y 9
Prueba de aglutinación en suero plasmático
Prueba de aglutinación de sangre
Prueba de aglutinación de sangre (examen tipo sanguíneo)



Objetivo:

Nuestro objetivo es saber qué tipo de sangre es el paciente y si se aglutina con dichos pasos de la práctica para poder decirle si tiene una enfermedad.

Introducción:

Todo lo que hicimos en esta práctica fue saber si el paciente de la muestra de sangre tenía una enfermedad ya que para eso se ocupa el procedimiento de la prueba de aglutinación d sangre por nuestra parte como principiantes hicimos la prueba con una compañera de nuestra mesa se llama Brenda a todo esto la prueba de aglutinación salió todo perfecto.

Materiales:

Paciente
Jeringa de 5 ml
Torniquete
Torundas alcalizadas
Tuvo con tapón rojo esterilizado sin anticoagulante
Lamina de cristal para pruebas febriles o escavadas
Palillos de madera
Papel secante centrifuga
Tubo de ensaye bacilo
Microscopio óptico
Técnica de medio de punzón
Gradilla
Pipeta
Sangre fresca 2.5ml
Tuvo con tapón morado con anticoagulante
Palillos de madera
Placa de porcelana escavada para tipo sanguíneo
Torundas de algodón con alcohol y sin alcohol 2
Masquintape para placa
Tipificado res para tipo sanguíneo reactivo (anti A, anti B, anti C )
Papel secante
Papel para cubrir mesa del laboratorio
Goma
Pipeta pauster
Bulbo desarrollo
Técnica de veno punzón

Instrucciones:

Una vez extraída la sangre se toma el tiempo de coagulación desde su salida hasta que esta se coagulen la gradilla, una vez coagulada la sangre retiramos el tapón de la sangre etiquetamos el tubo con los datos del paciente, fecha y numero de mesa y introducimos en forma ordenada a la centrifugarla a 100 revoluciones por minuto por 5 minutos de coagulación.
Ya centrifugada la sangre se retira la centrifuga, se convierte el plasma de bacilo se desecha el paquete sanguíneo utilizando la norma 087, la cuan deben de dar una pequeña información.
Una vez que se tenga el plasma en el tubo indicando se realiza el punteo en la lamina de cristal utilizando una pipeta pastor con bulbo.
Ya punteada la muestra de plasma en la muestra en la lamina de cristal se mezcla con pequeños pedacitos de palillos de madera utilizando un pedazo por cada serotipo que es H,O,A,B, brúcela abortas .
Ya punteada la muestra de plasma en la lamina un ligero movimientos de izquierda a derecha de enfrente hacia atrás para estar seguros que la muestra es correcta.
Nota: se aplica una nota de cultivo frebeciles a uno de los tipos ya mencionados serotipos para obtener al resultado en esta prueba lo cual es aglutinación.
La observación macroscópica atrás luz hace como observación microscópica en objetivo de 10x de esta manera se ferrificara el proceso de aglutinación de forma punteada como si tuviera arenilla el liquido observándosele determinadamente como positivo, si no existe ninguno de estos datos en la muestra se ve homogénea se determina como negativo.




Una vez obtenida la sangre fresca del paciente en volumen de 2.5 ml se transvasa al tubo con tapón morado con anti coagulante el que se le Da ligeros movimientos para que se mezcle con el anti coagulante y poder ser utilizada.
Se utiliza la pipeta pauster con bulbo de extracción y se extrae una cantidad de sangre en el tubo en cada excavación de la placa de porcelana el reto de la sangre se deposita en el tubo se enjuaga la pipeta y se conserva cuidadosamente.
Una vez punteada la placa de porcelana se le agrega una gota de reactivo en cada excavación diferente para poder obtener una reacción entre el plasma y el reactivo
Prueba entre sangre y suero sanguíneo
Se aplica el reactivo anti A como número 1 se registra el color
Se aplica el anti B como numero 2 y se registra
Una vez obtenida la prueba de aglutinación debemos reportar el trabajo dentro del marco pre analítica, analítico y pos analítico.

Desarrollo:

Nuestro equipo le saco sangre a mi compañera Ramírez barragán Brenda Berenice el procedimiento fue de veno punzón le sacamos 5 ml 3 ml en el tubo de ensayo con tapón rojo y los 2 ml que sobraron lo coloque en el tubo de ensayo con tapón morado.

Ya con la sangre lo siguiente fue meterla en la centrifuga mientras se coagula la sangre del tubo de ensayo color rojo en el morado tomamos un poco sangre con la pipeta Pasteur lo colocamos en la placa de porcelana 3 gotas en cada hoyito poniéndole colorante y mezclándolo con palillos de madera.


Ya revolvió bien vimos que el anti A y el anti D se aglutinaron eso quiere decir que la paciente es A+ ya que el anti D es el RH que es la sangre ya sabiendo eso solicitamos la presencia del maestro ya viendo nuestro trabajo vio que estaba muy bien ya terminando esto lavamos la pipeta para otro uso.

Cuando termino lo de la centrifuga el tubo con tapón rojo ya se había coagulado es suero quedo arriba de la sangre y lo pusimos en otro tubo limpio tomamos la pipeta Pasteur con el bulbo t absorbimos el suero o plasma y empezamos a pipetear 6 gotas en la lamina de cristal ya poniendo eso le pusimos colorantes y los revolvimos con palillos de madera ya revolviendo lo bien otra vez solicitamos al maestro y nos dijo que el H y el O nos pidió que lo observáramos en el microscopio ya observándolo nos dimos cuenta que el paciente ósea nuestra compañera e mesa estaba limpia ya que no tenía ninguna enfermedad solo que debería comer más cosas saludables


Conclusión

Sobre todo esto he aprendido como sacar sangre de una persona como aplicar la técnica de veno punzón ya que en vez de que mi maestro Fernando de antología que es sobre sacar sangre el maestro Alfaro nos enseño e aprendido mas en la materia de operar equipo y material del laboratorio que en la materia de anatomia y antologia...